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乳腺癌循环肿瘤DNA潜在价值探索

 SIBCS 2020-08-27

王文娜,马 飞,徐兵河

国家癌症中心

中国医学科学院肿瘤医院

  循环肿瘤DNA(ctDNA)是肿瘤细胞通过坏死、凋亡或直接分泌的方式向血液中释放的游离DNA。ctDNA常携带肿瘤相关的单核苷酸变异、拷贝数改变及结构变异等遗传学改变,这一特点促使循环肿瘤DNA成为潜在的生物标记物。以聚合酶链式反应(PCR)或二代测序(NGS)为基础的检测技术的进步提高了ctDNA检测的敏感性和信息量。ctDNA作为一种“液体活检”方法因其简便易行、侵害性小、实时动态佳等优势在乳腺癌领域得到了广泛研究,可以协助早期诊断、监测疗效、探索耐药机制、预测疾病复发和判断预后,为确定肿瘤患者治疗策略提供依据,从而真正实现乳腺癌的个体化治疗。


  乳腺癌是目前女性最常见的恶性肿瘤之一,GLOBOCAN2012资料显示2012年全球共约有170万乳腺癌新增病例,总死亡约52.2万例,居女性癌症死因的第二位【1】,因此其早期诊断、疗效预测及改善预后仍是临床科研工作者的研究重点。乳腺癌是一种高度异质性的恶性肿瘤,随着蛋白质组学、分子病理学及基因组学的发展进步,乳腺癌的诊疗已进入分子分型指导下的个体化诊疗时代。循环肿瘤标志物在乳腺癌中的应用受到越来越多的关注,研究水平已从蛋白质水平深入到基因水平,相应的检测指标则从传统的肿瘤标志物扩展到相对特异的循环肿瘤细胞(CTC)、循环肿瘤DNA(ctDNA)及循环RNA等【2】。近年来,研究表明肿瘤在生长过程中能持续释放肿瘤细胞DNA进入外周血液,健康人体的血清及血浆中只含有极少量的循环DNA,在肿瘤患者外周血中循环DNA的浓度明显增加【3】。肿瘤细胞来源的循环游离DNA(cfDNA)常携带肿瘤相关的遗传异常,如点突变、基因扩增、基因重排、过度甲基化等,这一特点促使循环游离DNA成为潜在的生物标志物【2-3】。作为一种新型肿瘤标志物,外周血循环肿瘤DNA因其简便易行、侵害性小、实时动态佳等优势,在乳腺癌领域得到了广泛研究,可以为协助早期诊断、监测疗效、探索耐药机制、预测疾病复发、判断预后等方面提供有利依据【2-3】。本文对ctDNA在乳腺癌中的研究进展及应用价值作一综述。

  1 ctDNA概述

  肿瘤患者体内存在的cfDNA,主要来源于肿瘤细胞、炎性细胞、组织细胞等异常或正常细胞。ctDNA是原发肿瘤组织、循环肿瘤细胞、其他器官组织中的微转移灶通过坏死、凋亡或直接分泌的方式向血液中释放的游离DNA【4-6】。1977年Leon等【7】首先观察到乳腺癌患者血清中伴随不同分期、不同治疗反应后的cfDNA水平变化。ctDNA片段大小波动范围较大,从70~200bp的小片段至21000bp的大分子不等,通常大于非肿瘤性循环游离DNA【4】。血液中的ctDNA数量和性质受到多种因素影响,例如肿瘤负荷大小、肿瘤状态、DNA的清除及降解机制等【8】。循环中的DNA酶可不断降解大分子DNA片段,并通过肝肾的生理清除过程排出,据估计cfDNA的半衰期从15分钟至几小时不等【9】。ctDNA水平也受非肿瘤特异性的生理或病理机制影响,研究表明组织损伤或炎性反应等疾病可造成游离DNA总量的上升【10】。

  肿瘤细胞来源的cfDNA常携带肿瘤相关的遗传特征,如点突变、基因扩增、基因重排、过度甲基化等,这一特点有助于鉴别肿瘤来源的DNA及正常细胞来源的NDA。以聚合酶链式反应(PCR)或二代测序(NGS)为基础的高敏感性、高通量检测技术的进步促使在血液中大量的cfDNA中辨别出少量的携带肿瘤相关单核苷酸变异(SNV),拷贝数改变(CNA)及结构变异等遗传学改变(SV),实现ctDNA的定量和定性检测【2,11-13】。以PCR为基础的常用检测方法敏感度较高,可达0.001%~0.1%,常用的检测方法有数字PCR(dPCR)、微滴式数字PCR(ddPCR)、实时定量荧光PCR(RT-PCR)、珠乳扩磁(BEAMing)【14-17】。NGS为基础的高通量检测方法可以提供更多基因组学信息,尤其是对未知遗传变异的探索,常用的检测方法有全基因组测序、全外显子测序、TAm-Seq、Safe-SeqS等【13,18-20】。

  2 ctDNA在乳腺癌中的应用价值探索

  乳腺癌是一种高度异质性的恶性肿瘤,基于组织活检技术的现有遗传或表观遗传学分析技术存在一定的局限性,难以克服肿瘤内部或不同病灶异质性及肿瘤遗传变异可能随时间发生改变的局限。与组织活检相比,ctDNA提供了更全面精确的肿瘤遗传组学信息【3,21】。另外,以血浆或血清作为体液活检的标本,检测外周血ctDNA因其简便易行、侵害性小、实时动态佳等优势,在乳腺癌领域得到了广泛研究。

  大量临床研究基于ctDNA检测而发现乳腺癌患者携带的肿瘤相关单核苷酸变异、拷贝数改变及结构变异等遗传学改变,为乳腺癌诊断、监测肿瘤负荷及治疗疗效、探索耐药机制、预测疾病复发、判断预后等方面提供依据【2-3,11-13】。

  2.1 ctDNA对乳腺癌的诊断价值

  乳腺癌是严重危害人类健康的主要恶性肿瘤之一,且其发病率持续上升。为了降低乳腺癌的病死率和改善预后,寻找一种早期诊断的方法十分迫切。在健康人血中的cfDNA主要来源于有核细胞的凋亡,由于巨噬细胞自身的清除作用,健康人血中的cfDNA含量维持在较低水平【22】。癌症患者癌细胞的坏死、凋亡及主动分泌所释放的DNA使患者的cfDNA维持在较高水平【4】。自1977年,研究发现乳腺癌患者血液中的cfDNA含量较健康人高【7】,此后多项研究发现cfDNA含量在健康人群、良性乳腺疾病及不同分期的乳腺癌患者中有差异。Huang等【23】发现血浆cfDNA在乳腺癌患者中的平均浓度为65ng/ml,明显高于乳腺良性疾病患者的22ng/ml和健康人的13ng/ml,对于乳腺癌的诊断、筛查有一定意义。Catarino等【24】进行的一项研究显示,乳腺癌患者的cfDNA浓度平均为105.2ng/ml,健康人为77.06ng/ml,患者术后cfDNA水平明显下降,平均为59.0ng/ml,而淋巴结转移和(或)远处转移的患者cfDNA浓度更高。这也提示了cfDNA浓度可能与肿瘤负荷相关。

  由于早期乳腺癌患者血液中的ctDNA含量较低,因此检测ctDNA受到一定限制,但随着高敏感度检测技术的进步,检测ctDNA在提示早期乳腺癌显示出了协助诊断价值。PIK3CA突变是乳腺癌患者最常见的基因突变之一【25】。Beaver等【15】用ddPCR方法对29例术前早期乳腺癌患者的组织标本和血浆进行PIK3CA突变检测,研究结果显示ctDNA检测PIK3CA突变的敏感度达93%,特异度达100%。另一项研究比较了ctDNA表观遗传学改变与传统的肿瘤标志物CEA和CA15-3在乳腺癌中的诊断价值【26】。Yamamoto等【26】对乳腺癌患者血清中异常甲基化的GSTP1、RASSF1A、RARβ2基因水平进行检测,研究结果显示,对于Ⅰ、Ⅱ期乳腺癌,甲基化的ctDNA较CEA或CA15-3的敏感度更高(Ⅰ期乳腺癌:24%比8%,Ⅱ期乳腺癌:26%比8%),在Ⅲ期和Ⅳ期转移性乳腺癌中的敏感度接近,两者结合可将转移性乳腺癌的诊断敏感度提高到78%。

  2.2 ctDNA对乳腺癌治疗疗效监测价值

  ctDNA作为一种“液体活检”工具具有良好的敏感度及特异度。通过检测ctDNA所携带的肿瘤特异性突变、拷贝数改变及结构变异等遗传学改变可用于监测肿瘤负荷变化,进而协助评估治疗疗效,指导临床诊疗策略的制定。

  剑桥大学癌症研究所Dawson等【13】进行的一项发表于NEJM的研究为ctDNA在监测肿瘤负荷、评价治疗疗效的临床价值提供有力证据。研究纳入了接受化疗的52例进展期乳腺癌患者,其中30例患者的肿瘤组织检测到遗传学改变。应用TAm-Seq方法,其中25例(48.1%)患者肿瘤组织中检测出含TP53突变或PIKC3A突变,应用全基因组测序方法9例患者的肿瘤组织进行检测,其中8例患者检测到基因结构变异,其中有5例患者的肿瘤组织同时检测到基因突变和结构变异。对30例肿瘤组织检测到体细胞性突变或结构变异的患者的血浆应用dPCR或TAm-Seq方法进行基因组学检测,其中29例(97%)患者血浆中检测到ctDNA研究者发现治疗过程中ctDNA拷贝数变化曲线体现出与治疗疗效及肿瘤负荷变化一致性,提示ctDNA可用于监测肿瘤负荷变化。此外,分析发现ctDNA对监测肿瘤负荷变化的敏感度和一致性均高于CTC、CA-153及影像学评价【13】。抑癌基因甲基化片段较特异地存在于癌症患者血液中,很少存在于健康人,研究显示监测乳腺癌患者血浆甲基化ctDNA水平变化可应用于治疗疗效评价,甲基化的ctDNA作为体液标记物具有较好的研究前景【27-28】。恶性肿瘤中常见RAS相关结构域家族1A(RASSF1A)基因甲基化,有研究发现具有乳腺癌高危风险的女性体内RASSF1A异常甲基化非常多见,并在确诊的数年前即可发现【29-30】。Avraham等【31】进行的一项研究对52例进行AC-TH方案新辅助化疗的局部晚期乳腺癌患者进行了分析,80%以上的患者肿瘤组织中检测到RASSF1甲基化,应用甲基化敏感性PCR检测方法(MSHRM),在21例新辅助治疗前患者的基线血清中检测到甲基化RASSF1。随着的治疗进程,动态检测此21例患者的血清甲基化RASSF1水平变化,研究者发现治疗过程中甲基化RASSF1水平变化与治疗疗效及肿瘤负荷变化具有一致性。此外,分析结果提示4例病理完全缓解(pCR)患者血清中甲基化RASSF1A水平在治疗早期明显下降直至消失,而部分缓解或稳定的患者RASSF1A甲基化水平高于pCR患者,且持续存在【31】。在另一项研究中,Takahashi等【32】对87例Ⅱ期或Ⅲ期乳腺癌新辅助化疗前、后血浆标本进行甲基化RASSF1基因检测。研究结果提示在20例(23.0%)新辅助治疗前患者的血浆中检测到甲基化RASSF1,其敏感度优于CEA(8.6%)或CA15-3(7.4%)。治疗有效患者的甲基化RASSF1水平显著下降(P=0.006),且新辅助化疗后甲基化RASSF1水平与残余肿瘤负荷相关(P=0.008)。以上研究提示ctDNA可作为乳腺癌的新型肿瘤标志物,其在监测肿瘤负荷变化及评价治疗疗效方面的具有较好的临床应用价值。但目前研究样本量小,尚需大样本研究加以验证。

  2.3 ctDNA应用于乳腺癌耐药发生机制的探索

  原发耐药或获得性耐药是进展期乳腺癌患者治疗面临的严峻挑战和亟待解决的难题。对乳腺癌患者ctDNA的监测为探索耐药发生机制提供了新的研究方向。

  在治疗过程中,不同的时间点对患者ctDNA进行全外显子测序分析有助于发现与获得性耐药相关的基因突变,进一步指导临床治疗。2013年发表于Nature杂志的一项研究揭示了突变的ctDNA应用于探索继发性耐药机制的价值,Murtaza等【19】对2例的转移性乳腺癌患者的血浆ctDNA进行全外显子测序,研究发现基因突变频率的升高与治疗耐药相关。其中一例患者的分析结果表明PIK3CA(E545K)突变频率升高与紫杉醇耐药相关,治疗前PIK3CA(E545K)突变频率为14%,紫杉醇治疗耐药后PIK3CA(E545K)突变频率升至34%。另一例患者的分析结果显示MED1(S1179X)突变频率升高与他莫昔芬联合曲妥珠单抗耐药相关,治疗前MED1(S1179X)突变频率为4%,治疗耐药后MED1(S1179X)突变频率升至15%。既往研究提示在乳腺肿瘤细胞中检测到MED1突变与他莫昔芬耐药相关【33】。拉帕替尼联合卡培他滨二线治疗耐药与GAS6基因突变频率的升高相关,治疗前GAS6基因突变频率为6%,经治疗耐药后基因突变频率升至30%【15】。Murtaza等【34】进行的另一项研究对一例ER阳性、HER2阳性的转移性乳腺癌患者进行全外显子测序,分析结果显示拉帕替尼耐药后患者血浆ERBB4(H809G)突变频率明显升高,PIK3CA(E542K)突变频率的升高与他莫昔芬联合曲妥珠单抗耐药相关。

  约66.7%的乳腺癌患者ERα阳性,这些患者通常对内分泌治疗敏感,ERα的表达受ESR1基因调控。但是在临床治疗中,约50%激素受体阳性乳腺癌患者会出现内分泌耐药【35】。约20%行内分泌治疗的乳腺癌患者可检测到ESR1基因的突变,进而导致患者对芳香化酶抑制剂(AI)的耐药的发生【36-37】。

  多项研究提示检测ER阳性的晚期乳腺中患者血液ctDNA,可以发现ESR1突变【38-40】。Schiavon等【40】对128例ER阳性和43例ER阴性的晚期乳腺癌患者血浆进行突变ESR1检测,研究结果显示ER阴性患者血浆中未检测到ESR1突变,ER阳性患者中18例(14%)患者血浆检测到ESR1突变(P=0.009),此18例患者均有AI治疗史,且ESR1突变患者接受AI治疗后无进展生存期(PFS)明显短于血浆未检测到ESR1突变患者(风险比[HR]为3.1;95%CI为1.9~23.1;P=0.004】,提示突变ESR1与芳香化酶抑制剂治疗耐药相关。另外在BOLERO-2试验中,Chandarlapaty等【41】对患者进行ctDNA检测,结果提示依维莫司给ESR1基因D538G突变患者带来3.1个月的PFS生存获益,而ESR1基因Y537S突变患者的未从依维莫司中明显获益。因此,在疾病进展发生之前,可以通过检测患者ctDNA中是否存在ESR1突变,进而更早的指导治疗策略的制定。

  2.4 ctDNA应用于评估乳腺癌术后微小残留及早期预测疾病复发

  由于早期乳腺癌或手术后患者的肿瘤负荷较小,早期患者血液中的ctDNA含量通常较低,因此在早期患者中进行检测ctDNA受到一定限制,但随着基于PCR高敏感性检测技术和基于NGS高通量检测技术的进步,检测ctDNA在提示早期乳腺癌患者根治性术后仍存在微小残留病灶及早期预测疾病复发中显示出了临床应用价值。

  PIK3CA是乳腺癌常见突变基因,Beaver等【15】进行的一项研究应用ddPCR技术对29例早期乳腺癌患者的手术前血浆ctDNA及乳腺癌原发病灶组织进行了PIK3CA突变检测。分析结果显示,15例患者的肿瘤组织中检测到PIK3CA突变,其中14例患者的手术前血浆检测到PIK3CA突变基因,提示ddPCR方法检测血浆PIK3CA突变敏感度为93.3%,特异度为100%。进一步证明了检测早期乳腺癌术后血液ctDNA的可行性。在10例术前检测到血浆PIK3CA突变(频率:0.01%~2.99%)的患者中,5例患者术后血浆中仍检测到了PIK3CA突变(频率:0.01%~0.06%)。Garcia-Murillas等【14】应用NGS技术等对42例早期乳腺癌患者进行了原发病灶进行了突变基因检测。应用ddPCR技术对这些患者的血浆组织进行相对应的突变基因检测。ctDNA检测的时间点包括基线(治疗前)、手术后、随访过程中每6个月检测一次。13例患者的基线血浆中检测到了ctDNA,与未检测到ctDNA的患者相比,基线血浆中检测到ctDNA的患者具有较短无病生存期(DFS),但差异无统计学意义(P=0.350)。7例患者术后血浆中检测到ctDNA,与未检测到ctDNA的患者相比,术后血浆中检测到ctDNA的患者具有较短DFS(P﹤0.0001,HR为25.1;95%CI为4.08~130.5)。研究结果显示患者术后血液ctDNA可提早预测疾病复发,ctDNA预测复发早于临床发现复发的中位时间为7.9个月。Olsson等【42】对20例乳腺癌术后血液标本进行ctDNA检测,研究显示ctDNA预测疾病复发的敏感度为93%,特异度为100%。临床检查发现与疾病复发相比,在86%的患者中,ctDNA提早平均11个月预测了疾病的复发。研究进一步显示,与术后血液中未检测ctDNA的患者相比,仍能检测到ctDNA的患者DFS明显缩短,且ctDNA的含量与患者生存相关。另一项研究对148例对他莫昔芬术后辅助治疗的血清标本进行了甲基化RASSF1A水平监测,结果显示19.6%患者他莫昔芬治疗前血清标本检测到甲基化RASSF1A。乳腺癌患者血浆甲基化RASSF1A水平显著下降或消失提示他莫昔芬治疗有效,持续保持高水平或突然升高均提示他莫昔芬辅助治疗耐药。22.3%患者他莫昔芬治疗1年后血清标本仍检测到甲基化,且这些乳腺癌患者更易出现疾病复发(相对风险[RR]为5.1;95%CI为1.3~19.8)【43】。

  以上研究显示ctDNA预测早期乳腺癌患者术后复发转移的潜在价值,提示影像学检查难以发现微小转移灶的存在。早期乳腺癌患者术后血液中仍检测到ctDNA提示患者可能存在高危复发风险,但仍需要更多的研究证明术后患者血液中检测到ctDNA是否可以指导临床术后辅助治疗策略的制定。

  2.5 ctDNA预测乳腺癌患者预后

  循环肿瘤DNA对于乳腺癌预后评价的价值也研究中得到证实。Dawson等【13】进行的研究对30例Ⅳ期乳腺患者进行分析,发现患者血浆ctDNA拷贝数水平与乳腺癌患者的预后相关,ctDNA拷贝数低的患者生存期更长。ctDNA甲基化检测对乳腺癌患者预后也具一定预测价值。Nakauchi等【44】研究发现晚期乳腺癌患者血浆中TP53突变或PIK3CA突变阳性患者生存率显著低于ctDNA阴性者(P﹤0.05),而患者血浆中CEA或CA15-3水平与预后无显著相关性(P=0.675;P=0.877)。研究显示患者治疗前血清中某些基因如RASSF1A、APC等的甲基化水平是乳腺癌患者预后影响因素,与更短的生存期相关【45-46】。Fujita等【47】在336例早期乳腺癌的血清循环DNA中同时检测GSTP1、RASSF1A和RARβ2甲基化水平,分析结果显示分别在7%、2%和2%的患者血清中检测到甲基化的GSTP1、RASSF1A和RARβ2。met-DNA对于乳腺癌患者具有独立的预后预测价值,met-DNA阳性患者DFS和OS较短(P=0.032,P=0.002)。Fiegl等【43】进行的研究多因素分析结果提示乳腺癌根治术后患者他莫昔芬治疗后血清中甲基化RASSF1A持续存在作为独立预后指标提示患者具有较高的复发率(RR为5.1;95%CI为1.3~19.8)和病死率(RR为6.9;95%CI为1.9~25.9)。

  但另一项研究在晚期三阴性乳腺癌中进行的一项研究并未得出相同结论【48】。该研究评价并比较了血浆CTC与ctDNA预测晚期三阴性乳腺癌预后的价值。研究纳入了40例患者,31例患者的肿瘤组织和血浆中均检测到突变型TP53,其中19例(70%)患者血浆CTC≥1;14例(52%)患者血浆CTC≥5。与CTC<5的患者相比,CTC≥5的患者具有较短的疾病进展时间(P=0.06)和总生存(P=0.040)。遗憾的是研究结果显示ctDNA水平的差异与患者预后无相关性。以上研究提示ctDNA预测晚期乳腺癌患者预后的价值和临床应用价值需要在不同分子亚型的乳腺癌患者进一步探索和验证。

  综上所述,ctDNA作为一种“液体活检”方法因其简便易行、侵害性小、实时动态佳等优势受到肿瘤学家的广泛关注,大量研究初步展示了ctDNA作为循环肿瘤标志物检测对于传统诊疗理念的冲击。以PCR或NGS为基础的检测技术的发展和进步,提高了ctDNA检测的敏感性和信息量,提供了更全面精确的肿瘤遗传基因组学信息。与传统的影响学检查相比,ctDNA在监测乳腺癌肿瘤负荷及治疗疗效方面显示出了更高的敏感性。检测同耐药相关的基因遗传学变化可为乳腺癌个体化治疗提供新的靶标。此外,ctDNA在预测疾病复发及判断预后等方面显示了临床应用潜能价值。但ctDNA检测研究仍处于起步阶段,因此亟需大样本、前瞻性临床研究进一步证实ctDNA检测对不同分子亚型、不同分期乳腺癌患者的临床价值,探索灵敏实用的靶向标志物,从而真正实现乳腺癌的个体化治疗。

参考文献

  1. Ferlay J, Soerjomataram I, Dikshit R, et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. Int J Cancer. 2015;136(5):E359-E386.

  2. De Mattos-Arruda L, Caldas C. Cell-free circulating tumour DNA as a liquid biopsy in breast cancer. Mol Oncol. 2016;10(3):464-474.

  3. Esposito A, Criscitiello C, Locatelli M, et al. Liquid biopsies for solid tumors: Understanding tumor heterogeneity and real time monitoring of early resistance to targeted therapies. Pharmacol Therapeut. 2016;157:120-124.

  4. Jahr S, Hentze H, Englisch S, et al. DNA fragments in the blood plasma of cancer patients: quantitations and evidence for their origin from apoptotic and necrotic cells. Cancer Res. 2001;61(4):1659-1665.

  5. Stroun M, Maurice P, Vasioukhin V, et al. The origin and mechanism of circulating DNA. Ann NY Acad Sci. 2000;906(1):161-168.

  6. Stroun M, Lyautey J, Lederrey C, et al. About the possible origin and mechanism of circulating DNA apoptosis and active DNA release. Clin Chim Acta. 2001;313(1-2):139-142.

  7. Leon SA, Shapiro B, Sklaroff DM, et al. Free DNA in the serum of cancer patients and the effect of therapy. Cancer Res. 1977;37(3):646-650.

  8. Schwarzenbach H, Hoon DS, Pantel K. Cell-free nucleic acids as biomarkers in cancer patients. Nat Rev Cancer. 2011;11(6):426-437.

  9. Botezatu I, Serdyuk O, Potapova G, et al. Genetic analysis of DNA excreted in urine: a new approach for detecting specific genomic DNA sequences from cells dying in an organism. Clin Chem. 2000;46(8):1078-1084.

  10. Diehl F, Li M, He Y, et al. BEAMing: single-molecule PCR on microparticles in water-in-oil emulsions. Nat Methods. 2006;3(7):551-559.

  11. Saliou A, Bidard FC, Lantz O, et al. Circulating tumor DNA for triple-negative breast cancer diagnosis and treatment decisions. Expert Rev Mol Diagn. 2015;16(1):39-50.

  12. De Mattos-Arruda L, Cortes J, Santarpia L, et al. Circulating tumour cells and cell-free DNA as tools for managing breast cancer. Nat Rev Clin Oncol. 2013;10(7):377-389.

  13. Dawson SJ, Tsui DWY, Murtaza M, et al. Analysis of circulating tumor DNA to monitor metastatic breast cancer. N Engl J Med. 2013;368(13):1199-1209.

  14. Garcia-Murillas I, Schiavon G, Weigelt B, et al. Mutation tracking in circulating tumor DNA predicts relapse in early breast cancer. Sci Transl Med. 2015;7(302):302ra133.

  15. Beaver JA, Jelovac D, Balukrishna S, et al. Detection of cancer DNA in plasma of patients with early-stage breast cancer. Clin Cancer Res. 2014;20(10):2643-2650.

  16. Higgins M J, Jelovac D, Barnathan E, et al. Detection of tumor PIK3CAstatus in metastatic breast cancer using peripheral blood. Clin Cancer Res. 2012;18(12):3462-3469.

  17. McBride DJ, Orpana AK, Sotiriou C, et al. Use of cancerspecific genomic rearrangements to quantify disease burden in plasma from patients with solid tumors. Genes Chromosomes Cancer. 2010;49(11):1062-1069.

  18. Bettegowda C, Sausen M, Leary RJ, et al. Detection of circulating tumor DNA in early-and late-stage human malignancies. Sci Transl Med. 2014;6(224):224ra24.

  19. Murtaza M, Dawson SJ, Tsui DWY, et al. Non-invasive analysis of acquired resistance to cancer therapy by sequencing of plasma DNA. Nature. 2013;497(7447):108-112.

  20. Forshew T, Murtaza M, Parkinson C, et al. Noninvasive identification and monitoring of cancer mutations by targeted deep sequencing of plasma DNA. Sci Transl Med. 2012;4(136):136ra68.

  21. André F, Bachelot T, Commo F, et al. Comparative genomic hybridisation array and DNA sequencing to direct treatment of metastatic breast cancer: a multicentre, prospective trial (SAFIR01/UNICANCER). Lancet Oncol. 2014;15(3):267-274.

  22. Nagata S, Hanayama R, Kawane K. Autoimmunity and the clearance of dead cells. Cell. 2010;140(5):619-630.

  23. Huang ZH, Li LH, Hua D. Quantitative analysis of plasma circulating DNAat diagnosis and during follow-up of breast cancer patients. Cancer Letters. 2006;243(1):64-70.

  24. Catarino R, Ferreira MM, Rodrigues H, et al. Quantification of free circulating tumor DNA as a diagnostic marker for breast cancer. DNA Cell Biol. 2008;27(8):415-421.

  25. Bosch A, Li Z, Bergamaschi A, et al. PI3K inhibition results in enhanced estrogen receptor function and dependence in hormone receptor-positive breast cancer. Sci Transl Med. 2015;7(283):283ra51.

  26. Yamamoto N, Nakayama T, Kajita M, et al. Detection of aberrant promoter methylation of GSTP1, RASSF1A, and RARβ2 in serum DNA of patients with breast cancer by a newly established one-step methylation-specific PCR assay. Breast Cancer Res Treat. 2012;132(1):165-173.

  27. Agostini M, Enzo MV, Bedin C, et al. Circulating cell-free DNA: a promising marker of regional lymphonode metastasis in breast cancer patients. Cancer Biomark. 2012;11(2-3):89-98.

  28. Jing F, Zhang J, Tao J, et al. Hypermethylation of tumor suppressor genes BRCA1, p16 and 14-3-3sigma in serum of sporadic breast cancer patients. Onkologie. 2007;30(1-2):14-19.

  29. Yazici H, Terry MB, Cho YH, et al. Aberrant methylation of RASSF1A in plasma DNA before breast cancer diagnosis in the Breast Cancer Family Registry. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 2009;18(10):2723-2725.

  30. Hesson LB, Cooper WN, Latif F. The role of RASSF1A methylation in cancer. Dis Markers. 2007;23(1-2):73-87.

  31. Avraham A, Uhlmann R, Shperber A, et al. Serum DNA methylation for monitoring response to neoadjuvant chemotherapy in breast cancer patients. Int J Cancer. 2012;131(7):E1166-E1172.

  32. Takahashi H, Kagara N, Tanei T, et al. Correlation of methylated circulating tumor dna with response to neoadjuvant chemotherapy in breast cancer patients. Clin Breast Cancer. 2017;17(1):61-69.e3.

  33. Nagalingam A, Tighiouart M, Ryden L, et al. Med1 plays a critical role in the development of tamoxifen resistance. Carcinogenesis. 2012;33(4):918-930.

  34. Murtaza M, Dawson SJ, Pogrebniak K, et al. Multifocal clonal evolution characterized using circulating tumour DNA in a case of metastatic breast cancer. Nat Commun. 2015;6:8760.

  35. Cui J, Germer K, Wu T, et al. Cross-talk between HER2 and MED1 regulates tamoxifen resistance of human breast cancer cells. Cancer Res. 2012;72(21):5625-5634.

  36. Merenbakh-Lamin K, Ben-Baruch N, Yeheskel A, et al. D538G mutation in estrogen receptor-alpha: a novel mechanism for acquired endocrine resistance in breast cancer. Cancer Res. 2013;73(23):6856-6864.

  37. Robinson DR, Wu YM, Vats P, et al. Activating ESR1 mutations in hormone-resistant metastatic breast cancer. Nat Genet. 2013;45(12):1446-1451.

  38. Chu D, Paoletti C, Gersch C, et al. ESR1 mutations in circulating plasma tumor DNA from metastatic breast cancer patients. Clin Cancer Res. 2016;22(11):993-999.

  39. Guttery DS, Page K, Hills A, et al. Noninvasive detection of activating Estrogen Receptor 1 (ESR1) mutations in estrogen receptor-positive metastatic breast cancer. Clin Chem. 2015;61(7):974-982.

  40. Schiavon G, Hrebien S, Garcia-Murillas I, et al. Analysis of ESR1 mutation in circulating tumor DNA demonstrates evolution during therapy for metastatic breast cancer. Sci Transl Med. 2015;7(313):313ra182.

  41. Chandarlapaty S, Sung P, Chen D, et al. cfDNA analysis from BOLERO-2 plasma samples identifies a high rate of ESR1 mutations: Exploratory analysis for prognostic and predictive correlation of mutations reveals different efficacy outcomes of endocrine therapy-based regimens. Cancer Res. 2016;76(4 Suppl):S2-07.

  42. Olsson E, Winter C, George A, et al. Serial monitoring of circulating tumor DNA in patients with primary breast cancer for detection of occult metastatic disease. EMBO Mol Med. 2015;8(6):587-683.

  43. Fiegl H, Millinger S, Mueller-Holzner E, et al. Circulating tumor-specific DNA: a marker for monitoring efficacy of adjuvant therapy in cancer patients. Cancer Res. 2005;65(4):1141-1145.

  44. Nakauchi C, Kagara N, Shimazu K, et al. Detection of TP53/PIK3CA mutations in cell-free plasma DNA from metastatic breast cancer patients using next generation sequencing. Clin Breast Cancer. 2016;16(5):418-423.

  45. Muller HM,Widschwendter A, Fiegl H, et al. DNAmethylation in serum of breast cancer patients: an independent prognostic marker. Cancer Res. 2003;63(22):7641-7645.

  46. Gobel G, Auer D, Gaugg I, et al. Prognostic significance of methylated RASSF1A and PITX2 genes in blood-and bone marrow plasma of breast cancer patients. Breast Cancer Res Treat. 2011;130(1):109-117.

  47. Fujita N, Nakayama T, Yamamoto N, et al. Methylated DNA and total DNA in serum detected by one-step methylation-specific PCR is predictive of poor prognosis for breast cancer patients. Oncology. 2012;83(5):273-82.

  48. Madic J, Kiialainen A, Bidard F C, et al. Circulating tumor DNA and circulating tumor cells in metastatic triple negative breast cancer patients. Int J Cancer. 2015;136(9):2158-2165.

原文参见:癌症进展. 2016;14(10):933-937,943.

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