1 。介绍第一个小RNA，lin-4在1993年通过线虫遗传筛选发现。后来在同一年，调节lin-14的由LIN-4被发现，这表明小RNA的调节功能[1,2]。较短的LIN-4 RNA现在被认为是一类丰富的小调控RNA的来源，被称为微RNA（miRNA）。目前，miRNA的导向的基因调控是一个活跃的研究领域。通过克隆和大小分割的RNA技术已经发现了数百种miRNA [3-5]。最近高通量测序技术的发展[6,7]计算和生物信息学预测方法大大加强了对miRNA的研究，包括调控目标和可能的功能[8- 11]。已知许多miRNA在不同过程中的功能，包括细胞增殖，细胞死亡，脂肪代谢，神经元模式，造血分化，免疫以及叶和花发育的控制[12]。用于发现由miRNA调节的基因的计算技术和生物信息学算法已经表明这些实例代表了很少的总miRNA的系统。 在动物中，通过两种RNase III型蛋白质：核中的Drosha和细胞质中的Dicer，两个阶段由初级miRNAs（pri-miRNAs）合成miRNAs [13]。在植物中，将pri-miRNA分为成熟miRNA的两步处理完全发生在细胞核中，并通过单个RNase III酶DCL1（Dicer-like 1）进行[14]。然后成熟的miRNA与Argonaute（Ago）亚家族蛋白结合。这些miRNAs靶向mRNAs，从而起到转录后调节剂的作用[13]。 miRNA的领域的发展正在稳步增长。这在从各种疾病，从阿尔茨海默氏病到糖尿病的的miRNA的研究中显而易见。最近，基于RNA疗法的技术进步加速了的miRNA的研究。目前正在研究的miRNA作为新一代药物的潜力。 这篇综述强调了我们对lin-4 RNA及其对对lin-14调控报道后miRNA的理论。讨论的主要议题包括miRNA合成和监管机制。还总结了miRNA在基因调控途径中的功能以及近期的一些临床前和临床试验。 2 ，miRNA在动物中的合成miRNA定义为21-25个核苷酸的单链RNA（ssRNA），由发夹形前体产生[15]。然后在合成后处理miRNA转录物。近年来，已经有很大的努力来研究动物和植物中的miRNA的加工。在动物中，将miRNA的基因转录成初级miRNA（pri-miRNA）。pri -miRNA在核内被Drosha（一种2类RNase III酶）处理成前体miRNA -miRNA）。接下来，pre-miRNA向细胞质的转运由exportin-5（EXP-5）介导。在细胞质中，它们被Dicer RNase III型蛋白质进一步加工成为成熟的miRNA，并加载到Argonaute（前）蛋白质上以产生效应子RNA诱导的沉默复合物（RISC）。 2.1 。基因组，基因和转录1993年对lin-4 RNA 的鉴定揭开了miRNA基因组学领域新时代的窗口; 这个时代真正开始于2000年，在秀丽隐杆线虫中发现了let-7 RNA [16,17]。同年，在人类，果蝇和其他双侧动物中检测到let-7基因和let-7 RNA [18]。从那时起，克隆和其他分子生物学技术已经报道了数千种miRNA和miRNA基因。此外，其他的miRNA的miRNA和基因已经在生物信息学和计算技术工具的帮助下预测到了。最近的一项研究报告了154条线虫，152黑腹果蝇，337个斑马rerios（斑马鱼），475 原鸡（鸡），695个个人和187个拟南芥 miRNA的[13] 。值得注意的是，miRNA的数据库“的miRBase”报告的人类miRNA的数量确实比报道的数字更大。miRNA的甚至在简单的多细胞生物中被报道[19] 。进化研究表明，一些miRNA的在双侧壁动物中具有系统发育上的保守性。超过一半的秀丽隐杆线虫 miRNA的基因被发现在人类中具有同源性[13]。 早期的研究人员发现大多数miRNA位于基因间区域，而少数基因位于内含子区[3,5]。大约一半的已知miRNA与其他miRNA非常接近。这些聚集的miRNA表达为多顺反子初级转录物。少数病例表明，一些miRNA可以从它们自己的启动子转录成单顺反子初级转录本[20,21]。根据它们的基因组位置，miRNA基因在编码转录单元（TU），非编码TU中的内含子miRNA，TU编码中的外显子miRNA和非编码TU中的外显子miRNA中可以分类为内含子miRNA（图1）。  图1 。miRNA的基因的基因组组织和结构的示意图。根据其基因组位置，可以将miRNA的分为四个不同的组（a）中编码转录单元（TU）中的内含子的miRNA，例如的mir-101-2簇。所述的的mir-101-2簇是在非编码RNA基因，HSPC338的内含子中。（b）中非编码TU中的内含子的miRNA，例如的mir-135A-2簇。（c）中编码TU的外显子miRNA，其中mir-985是在CACNG8基因中发现的众所周知的例子。（d）非编码TU中的外显子miRNA，例如mir-206。发夹显示miRNA茎环，盒显示蛋白质编码区（外显子）。该图显示了一个粗略的示意图。 RNA聚合酶II（POL II）主要负责的miRNA基因的转录[21,22] ，但与铝重复相关的一个小组可以被RNA聚合酶III（POL III）转录[23] 。聚合酶II依赖性的miRNA基因表达使时间控制成为可能，从而可根据特定的条件和细胞类型合成特定的一组miRNA。Pol II或Pol III介导的表达的产物被称为初级miRNA（pri-miRNA），其通常为几千个碱基，并且含有局部茎环结构。 2.2 。核处理miRNA在处理中涉及许多不同的蛋白质（图2）。所有的动物miRNA首先在细胞核中加工。Pol II产生的pri-miRNA在发夹结构的茎部被切割，其释放大约60-70nt发夹结构，被称为前体miRNA（pre-miRNA）[24,25]。该处理步骤由Drosha完成，其需要人类中的基因8（DGCR8）中的DiGeorge综合征关键区域和黑腹果蝇或秀丽隐杆线虫中的帕沙作为辅因子[20,26-29] 。酶Drosha与DGCR8或帕沙一起形成一个大型复合体，称为微处理器复合体[26,28] 。小鼠模型显示DGCR8基因对于发育过程是重要的。DGCR8和Drosha在动物中基本保守[30-33]。通常，后生动物pri-miRNA由 茎环和末端环的约33个碱基对（bp）和单链RNA（ssRNA）侧翼片段组成。DGCR8与单链RNA片段相互作用并引导的Drosha切片初级miRNA。酶Drosha切割 距离ssRNA-环茎接点约11BP处的RNA双螺旋，从而将初级miRNA加工成具有5'-磷酸基团和约2NT 3'突出端的前miRNA [20,34,35] 。  图2 。动物miRNA的合成途径。微RNA（miRNA的）基因由RNA聚合酶II（POL II）转录，其导致初级miRNA的产生。Drosha的与迪格奥尔格综合征关键区域基因-8（DGCR-8;苍蝇中 （pre-miRNA）pre-miRNA有2-3个3'突出端的短茎，其被出口5（（pre-miRNA）的帕夏）一起介导初始加工步骤（初级加工），其产生〜65个核苷酸（nt）EXP5）识别，介导转运到细胞质。在细胞质中，RNA酶III切丁酶被认为是催化第二个加工步骤（二次加工），其产生的miRNA / miRNA *双链体。Dicer ，TRBP或PACT苍蝇中的LOQS）和Argonaute1-4（Ago 1-4）（苍蝇中的Argonaute 1）负责pre-miRNA处理和RISC（RNA诱导的沉默复合物）组装。一种未知的解旋酶被认为是介导入双链体的解旋。双链中的一条链仍然是Ago上的成熟miRNA（miRNA），而miRNA *或过客链则被降解。该图显示了哺乳动物miRNA合成途径和飞行因子在正方形中。 2.3 。出口运输-5pre-miRNA被转运到细胞质中进一步加工成为成熟的miRNA。pre-miRNA的转运通过核孔复合物发生，这是核膜中嵌入的大量蛋白质通道[36]。前miRNA的转运由RanGTP依赖性核转运受体输出蛋白-5（EXP5）介导[37-39]。一种提议的miRNA转运模型假定pre-miRNA的输出是在EXP5识别 具有3'突出端的> 14-bp双链RNA（ds -RNA）茎环并随后与预-miRNA和GTP结合的辅因子冉在细胞核中。前miRNA结合的EXP5从细胞核输出，其中GTP的水解导致的pre-miRNA的释放[37,40-42] 。 2.4 。细胞质加工和Argonaute加载酶Drosha的核切割过程定义了成熟的miRNA的一端。前miRNA通过EXP5在细胞质中释放，随后通过内切酶细胞质RNA酶III酶Dicer酶处理以产生成熟的miRNA的[43-46] 。切酶是一种高度特异性的酶，从miRNA前体的预先存在的末端测量约22nt并切割的miRNA链。Dicer酶是几乎所有真核生物中都存在的高度保守的蛋白质。一些生物有多种类型的Dicers; 例如，D.果蝇含有Dicer-1和Dicer-2，每个具有不同的作用。Dicer-1是miRNA成熟所必需的，而Dicer-2是siRNA成熟所必需的[47]。 切酶与其他蛋白质紧密接近，包括秀丽隐杆线虫中的 RNAi的缺陷-4（RDE-4），黑腹果蝇中的 R2D2，脆性X智力低下1（FMR1）和几种的Argonaute家族蛋白（前家族蛋白）其他生物[48-51]。最近有研究表明，黑腹果蝇 Dicer-1需要Loquacious（LOQS;也称为R3D1），其中含有3个用于pre-miRNA加工的dsRNA结合基序[ 54]。人类Dicer与两种密切相关的蛋白质，即反式激活剂（PRBP，也称为PACT）相关[55]。RNA结合蛋白（TRBP）和蛋白激酶，干扰素诱导型双链RNA依赖性激活剂-57] 。切酶相关蛋白似乎不是任何加工活动本身所需的，而是它们参与RNA诱导的沉默复合物的形成[55-57] 。但是，这些蛋白质的具体作用尚未确定。 根据目前的模型，在由Dicer切割产生大约22nt miRNA双链体后，miRNA双链体被并入Ago家族蛋白质复合物中。这会产生效应复合体。大多所述miRNA（过客链或miRNA中的链一条⁎）被降解，而另一条链保持结合到阿戈为成熟的miRNA（引导链或miRNA的）。然而，在少数情况下，miRNA的的⁎被加载到RISC，因此仍然起作用。最近的证据表明，双链体两端的热力学稳定性可能决定选择哪条链[58] 。切酶与其他相互作用蛋白（人类中的TRBP和/或PACT以及苍蝇中的定量限）和阿戈家族蛋白一起，通过形成RISC负载复合物（RLC）来促成RISC装配[55,59-62]。关于RLC在RNA加载到Ago中的作用的确切机制尚不清楚。然而，有证据表明，在加工后的miRNA双链体从Dicer释放后，miRNA双链体的稳定末端与RLC中的相互作用蛋白结合，不稳定的末端与Ago蛋白结合[49,62]。已经证实，Ago蛋白的内切核酸酶活性负责去除mi RNA载体链[63]。大多数miRNA在中间包含错配，并且一些Ago蛋白缺乏“切片”活性，使得得到miRNA的过客链对切割有抗性。有证据表明RNA解旋酶（尚待鉴定）介导miRNA的双螺旋的未选择链的解旋和去除。加载后，miRNA将RISC引导至其靶mRNA，通过降解或翻译抑制沉默[13,14]。 3 ，miRNA在植物中的合成Drosha及其辅助因子（DGCR8 / Pasha）的同源物尚未在植物中证实，这表明植物中不存在Drosha依赖性逐步加工。遗传研究表明，Dicer like-1（DCL-1）仅负责植物miRNA的加工。exportin-5的HASTY（HST）同系物介导miRNA从细胞核向细胞质的输出。将miRNA载入Argonaute家族蛋白（Ago）在细胞核或细胞质中进行（图3）。  图3 。植物miRNA的合成途径。miRNA的基因由RNA聚合酶II（POL II）转录，其导致初级miRNA的产生。与SE和HYL1相关的DCL1执行产生的pre-miRNA的第一个处理步骤（初级处理）。DCL1和HYL1也负责第二个加工步骤（二次加工）以产生miRNA / miRNA *双链体。HEN1 介导植物miRNA合成中的甲基化，其将甲基添加到miRNA / miRNA *双链体的两条链。冬冬（HST）被认为是负责植物中的miRNA的核输出。的Argonaute负载发生在细胞核或细胞质中（图显示细胞质的Argonaute负荷）。一些未知的解旋酶被认为介导了双链体的解旋。过客链（miRNA *）降解， 3.1 。基因及其在植物中的转录2002年，植物中的第一个小RNA通过克隆水稻和拟南芥中的小RNA而被发现。这表明一小部分克隆的小RNA与miRNA相对应[64,65]。最近，先进的遗传学，直接克隆和测序以及生物信息学和计算预测方法揭示了许多新的miRNA及其在拟南芥和其他植物物种中的功能[66]。最近的一项研究报道了来自10种植物物种的959种miRNA的基因，包括苔藓，双子叶植物和单子叶植物[66] 。一些植物miRNA的基因具有可能由基因复制和多样化过程引起的多种同种型（旁系同源物）。植物的miRNA通常在从苔藓到开花植物的进化过程中保守[67-69]。大多数miRNA基因都注释到基因间区域，与动物miRNA不同，植物miRNA不是以簇的形式排列[66]。已发现大多数分析的植物miRNA的具有其自身的转录单位，通过聚合酶II转录成初级转录物（初级miRNA）[66] 。植物的miRNA前体的结构非常不同，茎环通常比动物初级miRNA更长。究表明，5'帽存在于大多数植物的miRNA中[70] 。大多数植物miRNA的具有多腺苷酸化的尾巴;然而，聚腺苷酸化的确切作用仍不清[71]。 3.2 。切酶加工和甲基化植物miRNA的的加工完全依赖于切酶样蛋白。在拟南芥状语从句：其他植物中的各种研究已经揭示DCL1对于miRNA的的加工非常重要[72] 。DCL1是一种核蛋白，表明植物中的成熟miRNA的可能在细胞核中合成[73] 。DCL1的功能性丧失大大减少了miRNA的积累的并引起多向性发育缺陷，揭示了DCL1在miRNA的成熟中的作用[72,74-76] 。最近的研究表明，用DCL1处理pri-miRNA到pre-miRNAs还需要两种其他蛋白质，即HYPONASTIC LEAVES1（HYL1）和SERRATE（SE）。HYL1是拟南芥中 ds-RNA结合蛋白家族的成员，而SE编码C 2 H 2锌指模体，它在miRNA的生物发生过程中发挥一般作用[77-80]。 植物miRNA的甲基化发生在切酶加工之后，这将其与动物miRNA的区分开来。华增强（HEN1）是一种甲基转移酶，可能负责甲基化，并在植物中的miRNA的加工中发挥一般作用[66]。最近，证明HEN1在3'末端核苷酸的2'OH上添加了甲基[81]。内源性miRNA的分子量大约 比体外合成的未修饰miRNA 大14 Da ，表明植物中存在甲基[82]。 3.3 。的Argonaute加载和运输得到的甲基化的miRNA / miRNA的*双链体加载到前蛋白上以产生RISC。阿戈家族蛋白由三个独特的结构域组成：PAZ，MID和PIWI结构域[83] 。阿戈蛋白PAZ结构域以类似于RNA酶ħ的折叠结构与RNA和PIWI结构域结合[84] 。的miRNA *链被降解，导致与一个成熟的miRNA的形成RISC。就像动物一样，链的选择是通过热力学稳定性来完成的[58,85]。已经在拟南芥中报道了不同类型的Ago蛋白，其中大多数含有切酶活性的催化位点[86]。 HST是一种植物出口蛋白-5的同系物，在从细胞核到细胞质的植物miRNA的输出中发挥作用[87,88] 。HST突变体显示多效表型和减少的miRNA的积累，表明该蛋白质作为核输出受体起作用[88-90]。有证据表明，在两个细胞区室中，成熟miRNA丰度高于miRNA *。这些事实表明RISC负载发生在细胞核中，随后将miRISC运输到细胞质中，或者在运输miRNA / miRNA *双链体后在细胞质中发生RISC负载。 4 ，机制的miRNA通过两种转录后机制之一指导miRISC特异性识别信使RNA（mRNA）的并下调基因表达：（ⅰ）翻译抑制和（ⅱ）mRNA的切割（图4）。最初，有人提出的lin-4 RNA抑制秀丽隐杆线虫lin-14 mRNA的翻译[2]。目前的研究表明，如果miRISC含有异源RNA识别因子，那么它有助于miRISC识别并特异性抑制mRNA，尽管缺乏miRNA结合位点[90]。研究表明，动物mRNAs中的大多数miRNA结合位点位于3'UTR中作为多个拷贝。动物miRNA通过沃森 - 克里克碱基配对与错配和突起结合[91]。相反，植物mRNA中的miRNA结合位点位于互补区域的中心，大多数植物miRNA与其靶mRNA序列具有高度的序列互补性[92-94]。  图4 。miRNA的基因调控的可能机制。未调节的mRNA的与起始因子eIF4F复合物相互作用，其由eIF4A，eIF4E的和eIF4G亚基组成，并募集核糖体亚基，其形成增强翻译的环化结构（左上）。当miRISC与靶mRNA的结合时，高度的的miRNA-mRNA的互补性通过mRNA的切割机制促进前催化的靶基因序列降解（左下）。或者，中心错配阻止降解并促进四种（广告）可能机制（右）中的任何一种的翻译抑制：（1）miRISC与靶mRNA的结合并抑制帽子识别阶段或（b）中60S核糖体招聘阶段， 的miRNA-mRNA的互补程度是调节机制过程的主要决定因素。高度的互补性使得以前催化的通过mRNA的裂解机理过程的靶基因序列降解。相比之下，中央失配忽略了降解并促进了翻译抑制机制。 4.1 。翻译压制miRISC抑制靶mRNA翻译的确切机制仍然未知。抑制是否发生在翻译起始或翻译后水平仍需要确定。然而，目前的模型表明eIF4F复合体参与翻译起始。eIF4F 复合物的亚基包括eIF4A，eIF4E和eIF4G。mRNA 5'末端帽被eIF4E识别并因此开始起始过程。eIF3 是另一种起始因子，与eIF4G相互作用并促成mRNA 5'末端的40S核糖体亚基组装，从而启动预起始序列复合物。通过mRNA的AUG密码子处加入60S核糖体亚基和40S预引发复合物来启动延伸过程。eIF4G 和eIF3也与polyA结合蛋白PABP1相互作用。该过程的结果是mRNA分子变得圆形，从而提高了翻译效率。在一些病毒mRNA中，通过内部核糖体位点（IRES），促进翻译起始过程而没有任何起始因子，仅仅需要起始因子的子集[92]。 的miRNA是否通过抑制起始或延长来抑制翻译通常由两组标准决定。对于第一种选择，密度梯度离心技术用于确定的mRNA是否存在于复杂的mRNA-蛋白（MRNP）系统（起始抑制）中，或以大多多核糖体（延长抑制）的形式存在。通过确定含有IRES序列的受抑制的mRNA是否抵抗抑制来测试第二个标准[92,95]。在测试中，一些研究报道了支持抑制启动的数据[95-98]，而另一些则提供了抑制启动后过程的证据[99-101]。然而，单独上述标准都不足以解释抑制启动或抑制后启动过程。现有的差异表明，压制可能发生在翻译过程的起始阶段或后期阶段。 2006年，Petersen等人 提出了一个可能的机制，miRISC可以通过抑制伸长过程来发挥其作用。受抑制的mRNA可以与多核糖体相关联，但是当起始过程被海马固醇迅速阻断时，核糖体迅速以miRNA依赖性方式分离。基于这些结果，提示miRISC促进来自mRNA的早期核糖体解离。最近，已经提出了三种不同的模型来解释miRISC抑制起始机制的机制（图4）。首先，miRISCs被证明与eIF4E竞争结合mRNA 5'帽结构，导致翻译起始过程失败[97,102]。然而，一些研究与此模型相矛盾，并提出GW182或下游因素可能是eIF4E的竞争者[103]。第二个模型表明miRISC可防止mRNA环化，导致翻译抑制[104-107]。TATA上的CC趋化因子受体4阴性（CCR4-NOT）复合物由多种蛋白质组成，即趋化因子（CC基序）受体4（CCR4），染色质装配因子1亚基（CAF1）和NOT1-NOT5。这些调节基因表达并可能参与miRISC翻译抑制[107-110]。第三个模型提出，miRISC可能抑制60S核糖体亚基与40S预起始复合物的组装。在这个过程中，40S核糖体与靶mRNA相连，但60S核糖体亚基不能参与40S亚基，导致翻译抑制[111,112]。 的miRNA介导的翻译抑制的另一个可能机制是miRNA的/ RISC可能通过在处理体（P-体）中积累目标的mRNA来介导翻译抑制[113] 。P 体缺乏任何翻译机制，因此，建议含有mRNA的的P体不参与翻译过程[113] 。的mRNA以依赖于miRNA的的方式累积表明miRNA的增加了无核糖体的mRNA并导致翻译抑制。 4.2 。mRNA的降解以前，已经表明，当miRNA的具有高度的序列互补性时，则通过前蛋白切片机活性促进靶mRNA的降解过程。miRNA的大量减少，这一事实表明miRNA的负责mRNA的降解过程[104-106,114,115] 。最近的研究表明，不仅阿戈催化的mRNA的降解过程负责mRNA的降解，还涉及的mRNA的其他机制如脱腺苷酸化，脱帽和核酸外切消化[104-106] 。的miRNA的miRNA通过降解需要阿戈，GW182以及细胞去磷酸化和去腺苷化机制[103]。目标选择的确切过程尚未确定。然而，已经显示miRNA / mRNA双链体中错配的数目，类型和位置在选择降解或翻译抑制机制中起关键作用[116 ]。 5 。的miRNA在动物中的功能miRNA在调节哺乳动物中不同过程中起关键作用。它们为基因调控提供了一个关键而强大的工具，因此成为潜在的新型治疗靶点。miRNAs 在动物中发挥着进化上保守的发育作用和多种生物功能。miRNAs在很大程度上表现出与其动物靶mRNA的有限互补性，但这仍然足以调节几种生理过程。有人认为它们抑制翻译过程的起始步骤，其后可能会发生mRNA降解[117 ]。线虫，lin-4（异常细胞谱系-4）和let-7中头两个鉴定的miRNA的功能丧失突变（致死7），导致幼虫发育过程中的缺陷[1,118]。有人提出，lin-4调节早期发育阶段，而让 - 7在线虫和其他动物的后期发育过程中发挥重要作用[119,120]。所述LSY-6（左右对称-6）的miRNA诱导2个形态上不同的神经元细胞的命运，ASE左（ASEL）和ASE右（ASER）。LSY-6在ASEL神经元中表达并抑制其靶基因COG-1（性腺缺陷-1的连接）的表达，其导致不对称性的丧失。MIR-273在由LSY-6靶标COG-1 激活的ASER元型态神经中抑制模具-1的翻译（背侧插入和延伸缺陷-1）。这导致LSY-6的下调和随后在ASER中GCY-5（鸟苷酸环化酶-5 ）受体的表达[121,122]。 在黑腹果蝇中发现了两种miRNA，即矮脚鸡和lin-14，研究表明矮脚鸡的过度表达诱导生长和抑制凋亡[123]。已知miR-14通过作用于在黑腹果蝇 IL1-β转化酶（DRICE）上作用而参与脂肪代谢，所述DRICE在缺乏的miR-14时被上调[124] 。此外，两组的Notch靶基因在其3'UTR中含有保守基序，这与相关的miRNA组的序列互补[125126]。的miR-7调节GY-盒基序，并且的mir-7表达的减少导致下游的Notch靶标（例如剪切）的表达降低，导致静脉间隔减少和静脉增厚[125126] 。 敲除基因策略已用于不同的哺乳动物以研究miRNA在哺乳动物发育过程中的作用。Dicer敲除是在斑马鱼[127]中进行的，这揭示了mir-430家族成员在斑马鱼合子发育中在神经发生中高度表达的作用。在青蛙的早期发育过程中也观察到mir-430的表达[128,129]。最近的研究表明，晚期小鼠发育受miRNAs控制，这受到miR-196对Hox基因调控的支持。mir-196在后肢表达，它切割目标Hoxa B8，并且抑制Hoxc8，Hoxd8和Hoxa7的翻译[130,131]。miR-196在肢体发育中作用于Hox B8和Sonic hedgehog（SHH）的上游[131]。肌肉特异性miRNA，miR-1靶向心脏和神经嵴衍生物表达蛋白2（HAND2），其导致肌肉变性和心肌细胞过早分化[132]。mir-181在骨髓和小鼠胸腺的B淋巴细胞中表达，引起B淋巴细胞增加并调节小鼠造血谱系分化[133]。类似地，mir - 143的表达已经在人类脂肪组织中被报道，并且已经显示通过增加细胞外信号调节激酶-5（ERK5）水平来调节脂肪分化[134]; 实际上，ERK5是miR-143的预测潜在靶基因[135]。这通过调节ERK5蛋白水平显示了miR-143参与脂肪细胞分化。一些miRNA调节多种生理过程，包括miR-375和miR-16。mir-375在胰岛中表达并通过调节其靶基因Myotrophin抑制葡萄糖诱导的胰岛素分泌，表明miR-375是葡萄糖刺激的胰岛素分泌的抑制剂[136]。也已经表明，mir-375在斑马鱼胚胎的垂体腺中高度表达，表明miR-375在激素分泌中的作用[137]。类似地，miR-16引起AU富含元件介导的mRNA不稳定性和降解[138]。人类中的miR-16与ARE具有有限的互补性，但足以使含ARE的mRNA不稳定。此外，mir-155位于非编码BIC RNA转录本中，并参与先天免疫，正如B淋巴细胞和T淋巴细胞在抗原暴露后或由于一些炎症介质引起的快速诱导所证明的[139]。miR-155靶向PU.1和c-Maf转录因子，其导致T辅助细胞1型和2型细胞的分化对IgG1和T细胞谱系的负调节[140,141]。最近，已经发现一些内源miRNA参与抗病毒防御机制。miR-32表现出对逆转录病毒1型（PFV-1）的抑制作用，并保护人类细胞免受PFV-1的损伤[142]。在慢性淋巴细胞白血病的研究中显示了miRNA在不同类型的癌症中的作用; mir-15a和mir - 16-1位于染色体13q14，在大多数慢性淋巴细胞性白血病病例中被发现缺失[143]。mir-15a和mir-16-1在B细胞淋巴瘤中上调，并通过抑制B细胞淋巴瘤2（Bcl2）功能发挥肿瘤抑制活性[144]。同样的，mir-17-92簇位于人类13q31染色体上，在一些肿瘤中增加，并且在B细胞淋巴瘤中经常扩增。这种mir-17-92的过表达诱导c-Myc介导的肿瘤发生并抑制人B细胞淋巴瘤小鼠模型中的细胞凋亡[145]。此外，在原代人成纤维细胞中表达的mir-372和mir - 373通过靶向肿瘤抑制基因LATS2诱导肿瘤发生[146]。具体而言，mir-372和mir-373在生殖细胞的睾丸肿瘤中表达[146]。 基于上述证据，可以得出结论，miRNA的通过不同的目标控制人类和其他动物的各种生理过程。表1总结了几种报道的动物的miRNA及其生物学功能。 表1 。动物的miRNA及其生物学功能。
6 。miRNA的在植物中的功能与动物一样，miRNA在不同发育阶段的植物中也起起关键作用，并促进器官身体的维持[14]。植物发育是一个高度规范的过程，可以在很多层面上进行控制。植物miRNA与保守的靶基因的mRNA高度互补，这使得植物的miRNA靶标的快速和自信的生物信息学鉴定成为可能[156] 。的miRNA靶向基因的主要类别包括转录因子和构成主要植物发育调控网络的F-盒（首先在细胞周期蛋白F中鉴定的基序）蛋白质[157]。在植物中，miRNA调节功能可以分为三大类。首先，miRNA能够定义其靶标的不同表达模式，其中miRNA和其靶标在邻接的非重叠域上表达。其次，miRNA通过共享重叠的表达域来阻止其目标基的模式和表达水平的变化。第三，miRNA参与调控发育转换的目标基因积累的时间调控[158]。 miRNAs在植物发育中的重要性的第一个证据来自小RNA生物发生或功能受损的突变体，其表现出改变的生长模式。这种受损的miRNA活性导致许多发育缺陷。miRNA在靶标积累中的作用通过靶标基因表达模式在缺乏miRNA调节的情况下扩大来证明。该限制性作用是基于mir-165/166对拟南芥和玉米卷叶1（RLD1）中玉米中抑制素（PHB）的调控[159]。在MIR-一百六十六分之一百六十五基因是建立和维护远轴极性重要。以同样的方式，mir-165/166内的突变玉米homeodomain亮氨酸拉链（HD-ZIP）基因的互补位点RLD1正向叶原基导致RLD1-mRNA过度累积[160]。当mir-165/166被鉴定并且突变被映射到miRNA互补位点时，假设改变的表型是由miRNA导向调节的丧失造成的[161]。植物miRNA靶标和其他方法的预测工具已用于研究miR-167及其靶基因，ADP核糖基化因子6和8（ARF6和8）的调控影响。最近的两篇报道揭示了miR-167在植物生殖发育中的调控作用[162]。ARF6和ARF8基因调节未成熟花的雄蕊发育。结果显示miR - 167导致ARF6和ARF8编码的mRNAs降解[163]。miR - 167也可能在翻译水平抑制ARF6的表达。在MIR-167 -overexpressing 拟南芥概括ARF6 / ARF8双突变表型，其中植物开花短雄蕊花药和失去释放花粉的能力。所述的突变的mir-167为ARF6或ARF8结果在这些基因在两个胚珠和花药，其中的异常表达的靶位点的mir-167是通常存在。mir-167的启动子活性就mir-167家族的四名成员进行了研究，这些成员阐述了这些成员的重要作用。植物激素生长素，赤霉酸（GA）和脱落酸（ABA）在胚胎发育，细胞分裂，伸长，分化和器官发生等发育过程的调节中发挥关键作用[164]。 GA依赖性途径中的重要介质之一是GAMYB，其控制GA激活的基因。mir-159受GA调控并靶向GAMYB基因MYB33和MYB65 [165]。mir-159的过表达导致晚花表型[165,166]。在表达miRNA抗性版本的MYB33和双突变体mir-159ab的转基因植物中观察到发育缺陷，例如hyponastic叶[166,167]。这些缺陷在mir-159ab，MYB33和MYB65 的四倍体突变体中得到了减弱，最终证明了这些表型中基于miRNA的MYB基因调控的作用[168]。 此外，miR-164可防止这些改变，并有助于精确控制生长素信号转导途径中的靶基因表达水平和叶形成[169]。miR-164控制调节信号传导过程的NAM，ATAF和CUC（NAC）转录因子的活性。这些之间存在平衡，但mir-164的过表达导致CUP SHAPED COTYLEDON（CUC1），（CUC2）和NAC家族基因的下调，这导致侧生叶和生根的诱导[170]。这些观察结果表明，靶向同一组基因的密切相关的miRNA家族成员在植物发育中可以具有不同的功能，这扩大了miRNA在生长素信号传导途径中的作用。在miR - 156 启动叶子的过程中也观察到类似的作用，miR - 156调节SQUAMOSA启动子结合样（SPL）基因家族的10个成员，并且以与这些因子相反的模式表达。miR-156调控SPL9并具有相同的时间表达模式。miR - 156的活性降低导致SPL9表达增加[171]。 在拟南芥中，miR - 172靶基因APETALA2（AP2）控制花的发育时间。mir-172的过度表达导致功能丧失的突变体，这些突变体表现出花发育缺陷，如缺少花瓣和萼片向心皮转化[172]。许多miRNA家族靶向一类基因产物，包括靶向TEOSINTE BRANCHED1，CYCLOIDEA和PCF（TCP）转录因子的miR-319。此外，mir-319的过表达导致叶片形状不规则，延迟开花时间[173]。miR -319抗性TCP4基因导致没有顶端分生组织的异常幼苗。一些miRNA与信号传递介质密切相关，这些信号传递介质对植物激素有响应，如miR-393，其靶向运输抑制剂响应1（TIR1）和三种F盒蛋白[156]。F-box蛋白作为生长素受体起作用，介导响应生长素的降解[174]。此外，miRNA靶向转录因子，例如靶向靶向Ago1的DCL1或miR-168 的miR - 162 [175,176]。miRNA靶向DCL1和Ago1提示反馈机制，由此miRNA负向调节它们的活性。表2总结了一些已知的植物miRNA及其生物学功能。基于上述讨论，很明显，miRNA在调控植物的许多发育和其他过程中起着至关重要的作用。 表2。植物miRNAs及其在不同植物物种中的生物学功能。
7 。目前的临床试验最近对miRNA重要性的理解吸引了生物医学研究界的兴趣。研究人员认为，miRNA是siRNA后下一类重要的治疗分子。由于许多治疗应用，这些将比siRNA具有显着的优势。 几种miRNA的错误调控与人类和其他生物体中某些疾病的发展有关[184]。已经证明，将失调的miRNA恢复到其正常水平可以减少甚至消除包括动物模型中的肿瘤在内的疾病[184]。因为miRNA是天然存在的分子，所以它们作为治疗剂应用具有某些优点。全世界的研究人员已经验证了“miRNA替代疗法”的理论，该理论涉及将合成的miRNA或miRNA模拟物引入患病组织中，试图恢复正常增殖，细胞凋亡，细胞周期以及受到一种错误调节影响的其他细胞功能或更多的miRNAs [185,186]。相反，一些研究人员利用miRNA抑制剂来增加治疗性蛋白质的内源性水平[187]。因此，理论上，与特定疾病相关的特定miRNA的抑制可以消除治疗性蛋白质的表达阻断。另一方面，miRNA模拟物的施用可以增加内源miRNA群体，从而抑制有害基因。在许多情况下，这些miRNA调控途径的重新激活或抑制导致显着的治疗反应[188]。专业制药公司的开创性组织开始研究如何在不同领域（如癌症，心血管疾病，神经系统疾病和病毒感染）中使用miRNA抑制剂和miRNA模拟物创造可行的治疗候选药物[185]。miRNAs正在制药业中成为治疗和诊断目标。 miRNA依赖的转录后基因沉默过程已被证明在细胞培养水平从植物到线虫以及从果蝇到人类的生物体中都是有效的。2008年，一家名为Santaris的领先制药公司宣布开始使用SPC3649进行临床试验，SPC3649是一种基于LNA的（锁核酸）反义miR-122反义分子，用于治疗丙型肝炎[185]。已发现miR-122影响丙型肝炎病毒（HCV）的复制，这也在胆固醇合成中起作用[189]。由于这些潜在的应用及其在肝脏中的表达，miR-122已成为第一代基于miRNA的治疗发展计划的最受欢迎的目标。试验已经在进行中，包括48名健康志愿者来评估药物的安全性和其他因素。到目前为止，该公司已经报道结果令人鼓舞，并计划在HCV患者中进行2期临床试验[190]。 根据美国国家癌症研究所（National Cancer Institute）的数据，肝癌是男性癌症死亡的第三大常见原因，也是女性患癌症的第十大常见原因。Rosetta Genomics已经开始在体内研究与Isis Pharmaceuticals合作的基于miRNA的肝癌治疗项目。该项目加入了Isis对反义化学的广泛理解和Rosetta Genomics在miRNA技术方面的知识，这是该公司首次尝试探索miRNA作为人体主要开关治疗癌症的作用。2008年9月，Rosetta Genomics将其基于miRNA的肝癌治疗项目与Isis制药公司一起转移到了Alumni Pharmaceuticals和Isis Pharmaceuticals之间的合资企业Regulus Therapeutics，该公司专注于开发基于miRNA的治疗药物[191,192]。 Rosetta Genomics与哥伦比亚大学医学中心（CUMC）一起提出了第一个用于监管批准的诊断测试。该测试区分鳞状和非鳞状肺癌[193]。GlaxoSmithKline和Regulus Therapeutics形成了一个战略联盟，用于开发针对炎症性疾病的新型miRNA靶向药物[194]。Asuragen首次启动了基于miRNA的诊断测试。该测试旨在区分胰腺癌和胰腺炎，胰腺癌通常具有相似的症状。Asuragen进行了一项试验，其中60名来自患者的样品通过新开发的分析进行评估。该检测方法在区分95％的样品被准确鉴定的两种条件方面表现出显着的结果[195]。Miragen已经宣布计划重点确定与心血管疾病有关的目标，主要与心力衰竭有关[196]。表3总结了最近的基于miRNA疗法的临床前和临床试验。 表3。最近的基于miRNA疗法的临床前和临床试验。
开发任何药物的过程都非常昂贵，其特点是具有很高的失败几率的很多障碍。由于缺乏经验，miRNA靶向药物的开发非常具有挑战性，研究仍处于早期阶段。尽管miRNA临床试验仍处于初期阶段，尽管如此，现有的数据显示了miRNA在诊断和治疗中的巨大潜力。 8 。未来的预期大量的miRNA及其功能已经被发现，并且由于快速扩大的测序能力，预计在不久的将来会有更多的miRNA被探索。虽然动植物中的miRNA合成途径在过去的十年中得到了很好的研究，但许多问题尚未得到解答。具体而言，与靶向mRNA相关的包括微处理器，EXP5，HST和Dicer-RISC的复合物的精确结构仍有待确定。许多与miRNA生物发生相关的因子如PACT，LOQS，HEN1，SE和HYL1的确切生化作用尚未被揭示。另外，预计未来还会确定更多与miRNA合成和机制有关的蛋白质因子。此外，修饰的重要性和酶学性质如尿苷化，腺苷酸化， 大多数进化上保守的miRNA属于多个基因家族，并且挑战之一是理解miRNA家族成员之间的功能关系。大量的miRNA具有多个靶基因; 因此，研究人员将不得不确定miRNA基因家族的多个成员与多个靶基因之间的调控关系。 miRNA从实验室扩展到制药行业正在进行中。尽管迄今为止迅速的技术发展令人鼓舞，但这项研究仍存在一些风险。例如，成功抑制慢性疾病中的miRNA是否会产生有意义的结果尚不清楚。通常，组织培养细胞系比组织表达更少的miRNA，因此可能不是体内疾病治疗的速率限制。此外，还有一些其他的一般障碍，如向正确的器官或组织输送药物以及选择合适的技术来调节miRNA表达。这些障碍必将使miRNA治疗的道路变得非常粗糙; 然而，许多具有相似初始问题的治疗方案已被证明是成功的。 |
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