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王继伟，王新颖
解放军南京总医院 南京大学金陵医院 肠内营养有助于保持肠黏膜的屏障功能，维护肠黏膜的结构完整性，促进肠黏膜固有免疫和获得性免疫的产生，维持肠道菌群的平衡和多样性。肠外营养能预防胃肠道功能障碍患者进一步营养不良的发生，挽救重症患者的生命，然而肠外营养会增加重症患者感染并发症的发生。全肠外营养时肠黏膜免疫受损，肠道菌群紊乱，滋养性喂养能显著改善肠黏膜的免疫功能，促进肠道内稳态的恢复。肠道菌群紊乱加重肠黏膜的炎症反应，或将进一步加重肠黏膜免疫的损害。因此，全面理解营养支持、肠道菌群与肠黏膜免疫之间的相互关系具有重要意义。 通讯作者：王新颖，wxinying@263.net 原文参见：肠外与肠内营养. 2017;24(5):310-313,317.
营养不良及营养风险是目前影响住院患者疾病结局的重要负面因素，营养支持疗法是临床各科室住院患者，尤其是外科重症患者重要的治疗手段。2016年美国肠外肠内营养学会发布《成人重症患者营养支持疗法与评定指南》指出，营养支持方式首选肠内营养，当胃肠道功能障碍导致肠内营养无法实施或不耐受时，需要使用肠外营养【1】。对于各种因手术或重症所致肠功能障碍的患者，全肠外营养已成为其主要营养方式。然而长期使用全肠外营养会带来一系列并发症，如肠屏障功能障碍、肠道菌群紊乱移位、肠外营养相关性肝损伤等。本文通过检索近年来相关研究，综述了营养支持方式与肠道菌群、肠黏膜免疫三者之间的相互关系。 1 营养支持与肠黏膜免疫 肠黏膜的免疫屏障包括固有免疫和获得性免疫。固有免疫主要由杯状细胞分泌的黏蛋白，以及潘氏细胞分泌的抗菌肽（如溶菌酶、防御素、磷脂酶A2、凝集素RegⅢγ）构成。获得性免疫的主要效应分子为分泌型免疫球蛋白A（sIgA），它由固有层浆细胞产生的IgA经肠上皮跨膜转运受体pIgR转运至肠腔形成。这些免疫效应分子进入肠腔发挥杀菌和抑菌作用，并在肠黏膜表面形成黏液层，防止肠腔细菌及有害产物的入侵【2】。 营养支持影响肠黏膜的免疫屏障，肠道黏膜免疫的维持需要肠腔营养物质的滋养。某些肠内营养底物如精氨酸、膳食纤维能对调节肠黏膜免疫。精氨酸可通过增加肠组织NO的合成，改善局部血流灌注，减少肠黏膜的脂质过氧化损伤，并有效刺激固有层派尔淋巴结内免疫细胞的增生，促进肠道IgA的分泌【3】。而膳食纤维发酵产生的短链脂肪酸能刺激肠上皮细胞的生长，增加小肠长度和绒毛高度，并增强肠道免疫细胞的作用，增加杯状细胞黏液的分泌【4】。反过来，在缺乏肠内营养时，虽然全肠外营养能为机体提供足够的能量，但由于缺乏肠腔营养物质的刺激，也会导致肠道黏膜免疫的损伤。Okamoto等【5】纳入62例结肠癌患者，探究术前营养支持方式对回肠末端黏膜免疫和临床结局的影响，结果发现术前全肠外营养组（平均10天）回肠末端上皮内和固有层的T细胞、产IgA的浆细胞及成熟的树突状细胞较肠内营养组显著减少，术后感染并发症的发生率显著增加。动物研究表明，小鼠接受5天全肠外营养后，回肠末端潘氏细胞产物溶菌酶、隐窝素、RegⅢγ在转录水平上表达较肠内营养组显著减少【6】。此外，Sano等【7】发现，全肠外营养时小肠组织pIgR和肠道冲洗液sIgA显著减少，但小肠组织的IgA并无显著差异，表明全肠外营养时sIgA分泌减少可能归咎于跨上皮转运障碍而不是产生减少。 近年研究表明，当肠内营养不足以为机体提供足够的能量时，可使用肠内营养联合肠外营养的营养支持方式，称为补充性肠外营养。Wan等【8】通过给小鼠供给不同比例的肠内营养联合肠外营养，发现20%剂量肠内营养即可维持杯状细胞的数量和黏蛋白2的表达，以及潘氏细胞产物溶菌酶和碱性磷酸酶的表达，改善肠道菌群失衡，减少肠系膜淋巴结和肝脏的细菌移位。因此，肠外营养时应尽量联合低剂量肠内营养，也称为滋养性喂养。滋养性喂养的目的重点不在于为机体提供能量，而是维护肠道的内稳态和肠屏障功能。此外，肠外营养时某些免疫营养制剂的添加能较好地维持肠道黏膜免疫。Wang等【9】通过小鼠全肠外营养模型证实，肠外营养时谷氨酰胺的添加能显著改善肠外营养引起的肠道黏膜免疫损害，包括回肠杯状细胞数目及其产物黏蛋白，以及潘氏细胞分泌的溶菌酶和隐窝素，并恢复Th2类细胞因子（IL-4、IL-10、IL-13）的表达，从而增强细菌入侵的抵御能力。蛙皮素作为一种促胃泌素神经肽，能刺激肠道神经系统释放多种神经肽，对维持肠道蠕动和完整性有重要作用。与单纯肠外营养相比，额外注射蛙皮素能显著改善杯状细胞产物抵抗素分子β，以及潘氏细胞产物溶菌酶、磷脂酶A2、RegⅢγ和隐窝素的表达，从而增强肠黏膜杀菌能力和细菌入侵的抵御能力【10-11】。 2 营养支持与肠道菌群 肠道菌群被认为是肠黏膜的生物屏障，正常人体肠道大约有百万亿个菌落的细菌，其数量是人体体细胞总数的10倍，其基因组所编码的基因是人类基因数的150多倍。肠道菌群主要由厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门和放线菌门组成。正常情况下，肠道菌群处于相对稳定的状态，形成平衡的肠道内稳态。一旦肠道菌群与机体的共生关系被打破，紊乱肠道菌群可能会导致一系列全身病理性反应。大量研究表明，肠道菌群紊乱与多种炎症和代谢性疾病密切相关，如炎症性肠病、心血管疾病、肥胖和脓毒症等【12】。 营养支持方式与肠道内稳态的维持密切相关。肠内营养能较好地维持肠道菌群的稳定与平衡，而肠外营养会使肠道菌群的组成发生显著改变，肠道菌群紊乱可能会进一步加重肠屏障功能损害和细菌移位。基于无菌动物的研究发现，肠内营养重要底物膳食纤维能促进肠黏膜黏液糖蛋白的产生和维护，抑制肠腔内细菌的过度增长，调节肠道微生态的平衡，并增加对柠檬梭杆菌侵袭的抵抗力【13】。而基于全肠外营养动物模型研究发现，小鼠接受6天全肠外营养后小肠肠道菌群明显改变，变形菌门和拟杆菌门增加，厚壁菌门减少【14】。大鼠全肠外营养14天后呈现出拟杆菌门与厚壁菌门比值增加的类似改变【15】。幼猪接受7天全肠外营养后肠道菌群载量明显减少，属水平上细菌多样性降低，而产毒艰难梭菌明显增加【16】。这些动物模型提示全肠外营养时肠道菌群会发生多样性降低，致病菌增加的紊乱。目前关于全肠外营养对肠道菌群影响的临床证据报道十分有限，而且研究的均为粪便菌群，其组成与小肠的肠道菌群并不完全相同，但这些研究的结果与动物实验仍有较好的一致性。Shiga等【17】发现克罗恩病患者启动肠外营养后粪便细菌多样性显著减少，大肠杆菌明显增加；Engstrand等【18】发现接受全肠外营养的短肠综合征儿童患者，与其健康的兄弟姐妹或已过渡到肠内营养的患者相比，其粪便菌群的组成发生明显漂移，多样性减少，大肠杆菌丰富度显著增加。 全肠外营养时发生肠道菌群紊乱的原因尚未完全阐明。研究表明，肠道菌群紊乱可能是由于全肠外营养时肠腔缺乏细菌可利用的营养物质。肠道菌群对肠腔可利用的营养物质十分敏感，而这主要取决于宿主的进食【19】。全肠外营养时缺乏肠道喂养，导致肠道内的细菌处于营养缺乏状态，而这种饥饿环境却有利于变形菌门的选择和增殖。与需要丰富营养物质滋养的厚壁菌门相比，变形菌门能在相对饥饿的环境生存【20】。此外，Jain等【21】通过对全肠外营养幼猪口服给予胆汁酸受体激动剂齐墩果糖，发现齐墩果糖可以避免单纯全肠外营养导致的肠道菌群多样性减少和拟杆菌增加，减轻肠上皮萎缩，提示全肠外营养时肠道菌群紊乱可能与胆汁淤积、肠腔缺乏胆汁酸刺激有关。而最近关于全肠外营养时肠道菌群紊乱的原因有一种新的观点。Ralls等【22】通过小鼠模型实验发现，全肠外营养时肠道屏障功能减退，肠外营养配方的氨基酸经血流从肠道固有层进入肠腔，能被肠杆菌科的细菌所利用，从而影响并分拣肠道菌群的组成，提示全肠外营养时肠道菌群紊乱是由于肠外营养配方进入肠腔而导致的。虽然全肠外营养时肠道菌群紊乱的原因尚无定论，但其作为全肠外营养伴随出现的现象，可能会进一步加重肠屏障功能的损害，因此明确全肠外营养时肠道菌群紊乱对肠屏障的作用及内在机制意义重大。 3 肠道菌群与肠黏膜免疫 肠道免疫屏障作为肠屏障重要组成之一，能有效地阻止肠腔微生物与上皮的接触和入侵，同时肠道菌群对肠道黏膜免疫的发育和成熟具有重要的调节作用。肠腔的共生菌或其组分，通过与肠上皮细胞的模式识别受体结合，包括上皮细胞表面的Toll样受体和胞浆的NOD样受体，实现细胞信号的转导从而促进抗菌肽和黏蛋白的分泌【23】。正常情况下，肠腔少量细菌的脂多糖成分能与肠上皮细胞的Toll样受体结合，上调胞浆炎症小体NLRP6的表达，进一步招募形成NLRP6/ASC/胱天蛋白酶-1复合物，促进IL-18的表达与分泌，从而促进潘氏细胞和杯状细胞的功能【24】。此外，细菌产物如鞭毛蛋白，能直接与固有层树突状细胞表面的Toll样受体-5结合，刺激其产生IL-23、IL-1β活化固有淋巴细胞3，促进固有淋巴细胞3分泌IL-22，从而进一步促进潘氏细胞抗菌肽的分泌【25】。同时，肠道菌群对肠黏膜获得性免疫的形成也发挥重要作用。当细菌成分或毒素等抗原与肠黏膜上皮的M细胞接触后，会被其摄取并经过树突状细胞的递呈进入派尔淋巴结，激活原始T细胞和B细胞。这些激活的淋巴细胞经肠系膜淋巴结、胸导管进入系统淋巴循环分化成熟，最终再次归巢到肠道黏膜固有层。B细胞进一步分化为浆细胞，在Th2类细胞因子（如IL-4、IL-6、IL-10）的刺激下，产生并分泌IgA，进入肠腔发挥杀菌和抑菌作用【26】。 肠道黏膜免疫的发育和成熟依赖于肠道共生菌的刺激。研究表明，无菌小鼠的肠道由于缺乏细菌，导致肠道黏膜免疫功能下降。与正常饲喂的无特定病原体小鼠相比，无菌小鼠肠道相关淋巴组织的生成和成熟受到影响，固有层派尔淋巴集结数目减少且明显缩小，树突状细胞也显著减少【27-28】。此外，Geuking等【29-30】发现无菌小鼠盲肠固有层的Treg细胞显著低于正常饲喂的小鼠，表明Treg细胞的发育部分依赖于肠道菌群的刺激，而进一步研究发现，将正常肠道菌群定植于无菌小鼠肠道可诱导Treg细胞的产生。肠道菌群除了对肠黏膜免疫细胞有影响外，对黏膜免疫效应分子的产生和分泌也有显著作用。Petersson等【31】研究发现无菌小鼠肠黏膜杯状细胞分泌的黏蛋白减少，肠上皮表面覆盖的黏液层厚度显著低于正常饲喂的小鼠，而当无菌小鼠口服细菌脂多糖或肽聚糖成分后，其黏液层厚度会恢复到正常小鼠水平，表明正常的肠道菌群对肠黏膜黏液分泌有重要作用。肠道菌群的缺失会导致无菌小鼠肠黏膜潘氏细胞功能降低，血管生成素4和RegⅢγ等抗菌肽分泌减少【32】；Zhang等【33】最近发现，无菌小鼠肠道潘氏细胞重要产物溶菌酶的缺乏是由于被潘氏细胞的溶酶体降解，而非分泌障碍，研究表明，肠道共生菌可通过激活Nod2受体招募下游效应蛋白，从而指导分泌囊泡对溶菌酶的分拣，使其免于被溶酶体降解。此外，无菌小鼠肠道分泌IgA的细胞数目显著降低，肠腔sIgA水平明显下降【34-35】。 全肠外营养时肠黏膜处于炎症状态，这种过度的炎症状态可能是由于肠道菌群紊乱所驱使的。全肠外营养时肠黏膜免疫屏障功能减低，紊乱的肠道菌群与上皮细胞接触机会增加，通过与Toll样受体结合并依赖髓样分化因子88（Myd88）途径，上调TNF-α和IFN-γ促炎因子的表达，减少固有层Treg细胞的数目和功能【36】。Miyasaka等【14】采用Myd88基因敲除小鼠建立全肠外营养模型，结果发现小肠肠道菌群仍然发生了与野生型类似的改变，变形菌门增加而厚壁菌门减少，但与野生型全肠外营养小鼠相比，其肠上皮细胞增殖增加，促炎细胞因子减少，Treg细胞得以保留，肠屏障功能明显改善。该研究提示，全肠外营养相关的肠道菌群紊乱通过Myd88依赖途径导致下游的炎症效应和肠屏障功能破坏。无菌动物是研究肠道菌群的良好载体，Ralls等通过对无特定病原体级小鼠进行颈静脉置管建立全肠外营养模型，分为实验组（置管＋全肠外营养）和对照组（置管泵入生理盐水＋全肠内营养），7天后将两组小鼠的肠道内容物分别通过灌胃移植至无菌小鼠肠道，移植1周后发现，与接受对照组菌群移植的小鼠相比，接受全肠外营养实验组菌群移植的小鼠紧密连接明显减弱，促炎因子TNF-α、IFN-γ和IL-1β呈现上升趋势【22】，提示肠道菌群紊乱不仅作为全肠外营养的结果，它还可能会进一步加重肠屏障功能的损害。但肠道菌群紊乱对于全肠外营养时肠道黏膜免疫的影响目前尚未阐明。 4 总结与展望 营养支持疗法是住院患者综合治疗的重要手段之一，营养支持途径首选肠内营养，而对于胃肠道功能障碍导致肠内营养不可行或不耐受时，肠外营养是重要的维系生命的营养支持途径。全肠外营养会导致肠道黏膜免疫的损害，减低肠道屏障功能，导致细菌移位，滋养剂量的肠内营养能较好地维持肠道免疫屏障的功能。全肠外营养时肠道菌群紊乱已经被多项临床研究和动物实验所证实，但肠道菌群紊乱发生的原因目前仍有争议。全肠外营养时肠道炎症的发生依赖于肠道菌群与上皮细胞间信号的转导，肠道菌群紊乱可能会进一步加重肠道的炎症。此外，肠道黏膜免疫的成熟和维持依赖于肠道菌群的刺激，但全肠外营养时肠道菌群的紊乱是否会导致或加剧肠道黏膜免疫的损害，目前仍有待研究。 总之，营养支持、肠道菌群和肠黏膜免疫三者之间相互影响，明确全肠外营养时肠道菌群紊乱对肠黏膜免疫损伤的作用及内在机制，对维持肠屏障功能、预防全肠外营养相关并发症具有重要意义。 参考文献 McClave SA, Taylor BE, Martindale RG, et al. 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