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做过western的朋友经常会说，出不出条带是一门“玄学”，步骤都对，为什么出不来想要的结果？ 看着别人的条带是这样的 
而自己跑的条带是这样的 
这样的
以及这样的
羡慕别人的同时，有没有想跑出好看的条带呢，这里小编总结了western条带会出现的常见现象，原因以及相应的解决办法。
现象 | 原因 | 解决办法 | | 一抗二抗宿主不同 | 确定一抗是来自兔还是鼠，使用对应二抗 | 组织中目的蛋白含量低 | 浓缩，放大信号 | 蛋白量不足 | 蛋白量在30-40ug中间，使用蛋白酶抑制剂设置阳性对照 | 转膜不成功 | 减少电流，延长时间，多加5-10%甲醇溶液，活化PVDF膜 | 抗体浓度不合适 | 设置浓度梯度，根据结果选择合适的浓度，调整孵育时间 | 洗膜时间过长 | 经验值5次，每次5min，根据实际情况有所改变 | 一抗不识别待检物种蛋白 | 对比免疫原序列和蛋白序列，确定抗体能与目的蛋白发生反应 | 封闭时间过长目标蛋白不显色 | 减少封闭时间 | 叠氮钠对二抗产生抑制 | 叠氮钠不要和HRP标记抗体一起使用 | 条带背景过高 | 膜干燥 | 保证膜和充分的反应液接触 | 封闭时间不够 | 延长封闭时间 | 抗体浓度过高 | 稀释抗体并延长孵育时间 | 孵育温度过高 | 4°C孵育 | 未结合蛋白没有洗干净 | 增加洗膜次数 | 出现杂带 | 蛋白降解 | 加入蛋白酶抑制剂 | 一抗浓度过高 | 降低一抗浓度 | 二抗浓度过高产生非特异结合 | 降低二抗浓度 | 蛋白样本具有多种修饰形式（乙酰化，糖基化，磷酸化等） | 去修饰后验证 | 出现目的蛋白多聚体 | 增加样品煮沸时间使蛋白充分解聚 | 细胞传代多导致蛋白表达不同 | 未传代细胞做对照 | 不是纯化抗体 | 使用亲和纯化的抗体 | 背景有斑点 | 抗体结合封闭液导致黑色斑点 | 更换封闭液 | 转膜时候有气泡出现白色斑点 | 转膜时用滚轴将气泡赶出 | 抗体在膜上分布不均匀出现白色斑点 | 使用滚轴孵育，保持摇动 | 白条带或者条带有空斑 | 抗体浓度过高 | 降低抗体浓度 | 条带“凹”形 | 电泳温度高改变迁移速率和pH | 4°C低温电泳 | 胶冷却不均匀 | 配胶时注意均匀 | 条带“凸”形 | 凝胶和玻璃挡板底部有气泡 | 配胶注意除气泡 | 拖尾 | 蛋白了太大 | 调整蛋白量 | 一抗浓度和时间太长 | 减少一抗浓度和时间 | 含有较多非蛋白大分子杂质 | 更换样品 | 非均一性背景 | 膜干燥 | 保证膜和充分的反应液接触 |
Western实验步骤比较繁琐，细节决定成败，在实验过程中还要根据实际情况随时调整，最后，小编在这里祝大家实验顺利，多出条带。 
END
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