EST综述：eDNA的多种状态以及在水环境中持久性的认知

医学abeycd 2022-07-27 发布于湖北

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Published: April 18, 2022

Link：https://pubs./doi/10.1021/acs.est.1c07638

摘要

环境DNA (eDNA)用于间接性物种检测分析的增加，促使人们需要了解eDNA在环境中的持久性。

了解eDNA的持久性很复杂，因为它存在于不同状态的混合物中(如溶解状态、颗粒吸附状态、细胞内状态和细胞器内状态)，对于每种状态，预计都有一个取决于环境参数的特定衰减率。

因此，需要提高对不同状态下eDNA转化率和降解eDNA反应的认识。

本文关注真核生物体外eDNA，概述了水化学和悬浮矿物颗粒可能如何影响每种eDNA状态之间的转换，并指出了环境参数如何影响该状态在水柱中的持久性。

在推断这些控制参数的基础上，综合了eDNA文献，以评估是否已经对环境中持续存在的eDNA状态有了大致的了解。然而，我们发现这些参数往往没有被测量，在许多情况下，只根据很少的实验数据得出结论。

因此，需要进一步研究环境参数对水生环境中eDNA状态转换和eDNA衰变的影响。我们建议在水处理过程中使用分析控制来评估不同eDNA状态的潜在损失。我们还概述了未来的实验工作，这些工作将有助于确定水中的主要eDNA状态。

1.背景

在过去的十年中，利用环境DNA (eDNA)检测监测海洋和淡水系统的水生生物多样性迅速增加。

eDNA是指从环境中分离出来的总DNA库，由生物体(取样时可能还活着的整个个体)和生物体外的DNA组成 (从生物体或生物活性繁殖体脱落的物质)。

体外DNA的产生来源和持续状态可能因分类单元和物种的不同而不同，并可能影响eDNA检测的敏感性。然而，eDNA调查的可重复性依赖于这样一种假设，即检测到的DNA能够准确地衡量当地群落或目标物种在各自时间和空间点上的存在程度。

现在许多保护和管理策略都采用了基于eDNA的调查，因为这种方法可以在没有物理观察的情况下对物种进行识别和监测。

因此，迫切需要了解影响水生系统中eDNA持久性的各种过程，以便从其eDNA的检测中准确地推断一个物种的存在。

以前的研究强调，eDNA的可检测性或稳定性在系统中可能会因许多参数的不同而不同，包括物种特异性eDNA去除率、季节性和环境条件。

当生物将DNA释放到水柱中时，就会产生体外eDNA(即DNA不再与原始生物相关)，并且至少会有四种状态：(i)溶解的DNA， (ii)DNA与悬浮粒子的表面结合，(iii)DNA仍然封装在细胞或(iv)细胞器中。我们目前缺乏的是对水化学和其他环境参数如何影响特定水生环境中eDNA状态以及它们如何持续存在的认识。

目前的技术是从水中提取eDNA，并针对单一物种或整个物种群落使用一套引物和PCR。然而eDNA的存在会对数据解释产生影响，因为物种的检测受到物种特定状态的可检测性的影响，这由决定状态的环境因子和分析流程（保存，捕获，提取和检测方法）决定。

因此，eDNA在不同状态之间的相对分布可能会影响目标物种DNA的检测概率。

eDNA在不同状态下的稳定性目前尚不清楚，加之缺乏检测到的eDNA状态的信息，这给可以通过体外eDNA检测得出的空间和时间推断带来了很大的不确定性。

为了减少这种不确定性，我们需要更好地理解eDNA的状态，在不同状态之间转换eDNA的过程，以及依赖状态的eDNA衰减率的变化。事实上，如果不了解水和环境因素中eDNA的分子状态，就无法完全理解衰减率的变化。

这篇综述描述了eDNA在水生环境中可能存在的四种主要状态。

在假定每种状态的化学行为的基础上，讨论了环境参数，如温度、pH值和悬浮粒子，可能会影响eDNA在状态之间的转换。

简要回顾了关于DNA衰变的已知信息，并总结了从温度和pH等环境参数中eDNA衰变的实验研究中观察到的情况。

然后提出了一项文献搜索的结果，以确定哪些状态的eDNA可能被检测到使用单物种eDNA分析。

随后概述了一些分析控制，如果使用这些控制，将有助于评估水生样本中特定状态的损失，并有助于对物种检测的状态进行事后观察。

最后对未来的研究提出了一些建议，这些建议将有助于填补从生物体外的eDNA物种检测中得出的空间和时间推断的知识空白。

2.eDNA的不同状态

环境DNA可以以图1所示的四种主要状态存在。在这里，我们主要关注真核生物体外eDNA，通常通过分析该eDNA来准确推断取样时是否存在目标物种(通常是保护或管理方面的考虑)或群落。

此外，我们关注细胞及其以下水平的eDNA状态，因为所有真核生物形式都以细胞为基本的DNA封装单元。

我们承认生物体外的eDNA也可能起源于更复杂的结构，如组织和配子，但这些结构的变化在真核生物中是复杂的，超出了我们在这篇关键综述中讨论的范围。然而，这种组织和其他结构的变异可能是导致物种特异性DNA降解率和持久性的主要因素。

图1 eDNA状态总结，eDNA在不同状态之间转换的过程(细胞裂解和吸附/解吸)，以及在不同状态下降解或改变eDNA的化学反应(细胞内和细胞外分解、微生物利用或稳定)，使其难以捕获和检测

生物体外eDNA存在的最简单形式是纯溶解状态。DNA是一种高度水溶性的聚合电解质，因为在DNA主干中有带负电荷的磷酸二酯基团。

然而，溶解的DNA与悬浮在水中的矿物、有机颗粒和胶体相互作用，并可能吸附在表面。因此，颗粒吸附DNA是第二种状态。

现有的关于DNA吸附的文献表明DNA -粒子间的相互作用主要由静电控制(对于带正电和负电的粒子表面，它们可能分别是吸引或排斥)以及一些矿物表面上的内球体复合物的形成。

碱基连接到脱氧核糖(即胞嘧啶、腺嘌呤、鸟嘌呤和胸腺嘧啶)可能只在DNA吸附过程中发挥很小的调节作用(即这些碱基参与两个互补的DNA链之间的H键)。

DNA也可以与生物体掉落到水中的细胞保持联系，要么作为细胞内DNA(第三种状态)，要么作为细胞器内DNA(第四种状态)，例如来自粘液的皮肤细胞或排便时来自肠道的细胞。

从任何生物体脱落的细胞类型和它们的来源大部分仍未被描述，但最近使用mRNA分类的进展可能会让我们更好地了解构成eDNA的细胞来源和类型，例如，线粒体和叶绿体中可能存在细胞器内DNA。很多细胞器内DNA具有很高的拷贝数，被检出的概率提高。此外，当与线粒体DNA标记结合时，多拷贝核DNA也被发现是一个敏感的eDNA标记，可以指示繁殖和年龄。

3.状态转换过程

细胞和细胞器裂解

在没有细胞壁的细胞中(动物细胞和原生动物)，水化学影响细胞溶解，渗透压导致细胞溶解。这将细胞DNA转化为溶解的DNA(图1)。

相反，从有细胞壁的细胞(植物细胞)释放DNA是由组成其结构的多糖和木质素的酶分解产生的。因此，细胞外微生物酶的活性可能是决定植物细胞裂解速率的步骤。

活性本身随着酶浓度的增加而增加，并且对温度和紫外线(UV)暴露两者都很敏感。

真核细胞内部是含有线粒体和叶绿体DNA的细胞器，由双脂质双层膜组成，和动物细胞一样，也有类似的裂解过程。

吸附-脱附

DNA链含有带负电荷的磷酸二酯基团，它在DNA吸附到矿物和有机粒子表面上起着关键作用。

在中性的pH值，DNA被静电吸引到带正电的矿物表面，如铁(氢氧)氧化物和铝(氢氧)氧化物的表面，导致强吸附。相反，DNA被带负电荷的表面静电排斥，包括二氧化硅或某些粘土矿物。

因此，随着带正电的矿物质悬浮物的增加，水样中吸附DNA的重要性可能会增加。

静电DNA -吸附剂的相互作用可以通过携带可变电荷的吸附剂的溶液pH值来调节:增加pH值会减少正电荷(并增加负电荷)，从而减弱静电吸引力。

因此，提高溶液pH有望降低DNA吸附，并促进DNA从不同带电表面解吸。

DNA吸附剂静电相互作用也受溶液离子强度和组成的调节。

溶液离子强度的增加会减弱DNA静电对正电荷和负电荷表面的吸引和排斥。

在非常高的离子强度下，来自负电荷表面的静电斥力可能会衰减到一定程度，使DNA与表面紧密接触 (见下文)导致DNA吸附。

溶液中二价阳离子的存在可能导致通过带类似电荷的DNA和吸附剂之间的“阳离子桥接(cation bridging)”增加对带负电荷的吸附剂的吸附。

因此，关于溶液离子强度和Ca2+和Mg2+浓度的信息对于评估DNA吸附程度很重要。

除了静电相互作用,DNA--表面的范德华作用和H键可能驱动吸附。然而，与静电相互作用相比，这些贡献预计要小一些。

上述所有的相互作用都会导致“物理吸附”--DNA与吸附剂表面的相互作用，而不形成共价键。

然而，DNA还可能通过“化学吸附”与某些表面结合，这涉及到DNA的磷酸二酯基团与矿物表面上的羟基之间形成共价键。

由此产生的“内球(inner sphere)”复合物非常稳定，即使在高pH值下也可能导致DNA吸附到矿物表面(尽管矿物上的净表面是负电荷)，并防止DNA从矿物表面解吸，即使溶液条件的变化导致DNA吸附剂静电排斥。

因此，DNA可能被不可逆地吸附，这显然与eDNA的衰变和检测有关。

最后，其他物质可能与DNA竞争在颗粒表面的吸附位点，从而抑制DNA吸附。例如，溶解性有机物(DOM)和磷酸盐有望吸附到某些矿物表面，从而可能增加eDNA在溶解态中的比例。

4.预期和观察到的eDNA衰变过程

预期的衰变过程

DNA的化学反应可能会改变它的大小和修饰它的化学结构，这两者都决定了它在水生样品中的可检测性（见文末的附录）。

化学反应包括光化学氧化、非生物水解和酶介导的水解 (称之为生物降解，因为这些酶是由活的生物体产生的)。

酶促反应和非生物反应都会导致DNA主干中酯键的水解裂解，并导致较长的DNA分子转化为较短的分子。

DNA分子的物理剪切也是一种潜在的机制，但这些力量在自然水生系统中不太可能。

这些反应对于使用eDNA来推断物种存在的重要性在于最终这些短分子不能再通过使用PCR等方法来检测。

我们假设eDNA的水解可以发生在细胞内和细胞外(图1)，从而影响多种eDNA状态。

非生物水解或光化学氧化可能比酶解更容易预测(基于易于测量的化学参数，如溶液pH和紫外光辐照度)，而酶解需要关于类型、丰度、以及酶的活性和分泌这些酶的微生物的种群动态。

此外，微生物活动(如磷的需求)预计与样品和时间有关，在采集水样时可能需要进行评估。已经证明核酸被吸附颗粒表面可以稳定这些分子，保护他们免受水解酶的作用。

同样，有证据表明吸附DNA的颗粒可保护DNA不受光化学降解。因此，一旦DNA与矿物表面结合，它有望从降解中稳定下来。

观察的衰变过程

在水生系统中，预期会导致DNA衰变的反应可能会进一步受到eDNA假定状态的影响。收集eDNA文献中的数据(见表S1 - S3)，并进行了Meta分析(见表S4 - S6)，以评估基于温度、pH值和微生物活性的eDNA衰变过程。

结果表明，eDNA的衰变表现为一级动力学模式。然而一些研究也表明二阶(或双相)衰减速率常数更好地描述了观察到的eDNA数据。Jo等人建议需要将双相衰变速率常数与观测到的实验数据拟合，这可能表明不同的速率可能与不同的eDNA状态有关。然而，由于PCR检测DNA不能区分不同的状态，一阶衰减速率常数可能是eDNA跨多个状态衰减的综合估计。

如果问题是“这个物种曾经在这个生态系统中存在过吗?”，这种整合后的推断可能是比较准确的。但如果要寻求物种存在的更精细的时间分辨率，那么在环境中存在未知持续时间的跨状态整合可能会降低这种推断的准确性。

图2 (A) 鱼的eDNA随温度的变化而衰减。只包括海洋和淡水鱼的数据。衰变常数k的自然对数与以开尔文[1/T]表示的温度的倒数相对应，类似于阿仑尼乌斯方程中反应速率的温度依赖关系。(B) 来自两栖动物、鱼类和甲壳类动物的eDNA数据与水pH的关系。

广义上，观察到eDNA衰减速率常数随着温度(>20°C)的增加而增加，但随着中性 (pH >5.0)或碱性 (pH >9.0)的增加而降低。

此外，迄今为止的研究既包括半自然水生系统，也包括实验水生系统，已经测量了动物(特别是鱼类)的eDNA，对于植物和其他动物在水柱中的eDNA仍有许多有待探索的地方。

酶动力学依赖于影响非生物DNA衰变的相同参数，如温度，pH值，UV-B光照射，以及增强或抑制酶活性的辅助因子，如金属离子。因此，我们认为无论是否涉及酶，这些环境参数都与eDNA衰减率(k范围从0.0005到0.693)高度相关。

一项单独的研究测量了不同状态下的eDNA(细胞和溶解的DNA)，发现池塘水的衰减率不同，但盐水没有。这表明不同生境的水化学可能在不同状态的降解中发挥作用。

最后，扩增DNA的片段大小是否会影响eDNA的衰减率仍不确定。

Rees等人主张小的片段可能会存在更长时间，Jo等人发现长DNA片段比短片段的衰减率更高，Bylemans等人没有发现证据表明较大的eDNA片段具有较高的衰变常数。

因此，Andruszkiewicz等人建议将尺寸分选研究与脱落和衰变实验结合使用，以阐明它们的影响。

图2A强调了eDNA衰变的温度遵循阿伦尼乌斯方程。

我们承认这个一阶模型可能会过度简化eDNA衰变过程中的温度关系，而且应该注意到，其他研究已经假设除了对数线性衰减模型之外，其他衰减模型也可以解释不同eDNA状态之间的转换。

最后，预计微生物的丰度和活性在动植物的eDNA降解过程中发挥重要作用。虽然对土壤和沉积物进行了研究，但还没有进行系统的实验来确定水中非生物DNA降解与生物DNA降解的相对重要性。

一些研究表明，更高的微生物活性有助于在更高的温度下观察到更快的DNA降解，这似乎得到了一个中宇宙实验的支持，该实验研究了微生物活性对鱼类eDNA降解的影响。然而，实验却没有控制细菌的丰度独立于温度或时间的影响。

另一项检验细菌丰度与eDNA的关系的研究使用放射性标记，而不是PCR扩增天然海水样品；因此结果是基于总eDNA，而不是动物和/或植物eDNA。

众所周知，在水生生态系统中，细菌通过细胞胞外的酶和胞外酶(如细胞表面水解DNA的核酸酶)以DNA为食以获取营养物质。

在含有细菌、蓝藻、藻类、真菌、单细胞和多细胞浮游生物的过滤水中发现了活性的DNA降解酶，但有些酶类型(如5 ' -核苷酸酶)只在细菌细胞表面发现。

另一项研究使用抗生素来降低细菌负荷，发现抗生素将eDNA衰减率降低到小于未处理样品中较高细菌负荷下测量的值，表明微生物衰减是主要驱动因素。

然而，在这两项研究中，没有无细菌的对照来确定非生物反应的相对重要性。与发生在更长的时间尺度上的非生物反应相比，在自然水中观察到的动物eDNA更短的衰减率(数小时到数天)。

如果细胞分泌的酶是水解DNA的主要驱动力，微生物细胞随后对营养物质(N和P)的利用是一个合理的机制。这将导致环境特定的eDNA衰减速率，需要了解氮和磷限制以及控制eDNA状态的参数。

5.了解eDNA状态、衰变和对物种检测影响所需的信息

已经讨论了可能存在于水生环境中的真核生物的四种eDNA状态(溶解态、颗粒吸收态、细胞内态、细胞器间态)。迄今为止，对自然和人工水生系统中eDNA衰变的研究提供了证据，证明环境参数影响水中的DNA衰变率。

我们已经证明，导致eDNA衰变的化学反应很可能是特定状态的，衰变速率常数受水生环境的物理和化学性质的影响。因此，下一步是形成一个更好的理解，即在自然系统eDNA存在什么状态。

考虑到这一点，我们对针对单一物种的已发表的eDNA研究进行了综合，以调查我们是否能够确定正在分析的eDNA状态，以及从特定环境背景中检测的DNA是哪种eDNA状态。

2020年3月，Web of Science进行了一项针对水生栖息地物种特异性eDNA研究的文献综述，通过观察系统中的单个物种，简化了DNA及其动力学之间的关系，并避免了潜在的metabarcoding偏差。我们注意到，这篇文献综述可能会受到水样中eDNA检测阳性的方法的潜在偏差(因为检测不到不太可能发表)。

我们专注于从水样中分离eDNA的方法，并推断哪些状态可能被分析。根据eDNA态的化学性质，我们知道分子纯化流程可以从水样中选择和潜在地隔离不同的状态。此外，我们记录了采样时测量的环境参数。共找到了66篇相关研究。

结果表明，大多数eDNA研究尽管采用不同的组合，他们都广泛地采用相同的分子方法进行DNA捕获(即过滤)、提取(即酶和化学)和检测(即qPCR) (图3)。

大多数检测用“other”(n = 58，通常离心或树脂珠)保存水样，然后过滤(n = 126)用于eDNA捕获。

乙醇/乙酸钠(n = 5)用于水样保存，然后沉淀(n = 31)用于eDNA捕获，这是第二种主要的方法工作流。

在过滤法中，最常用的是玻璃纤维滤膜(0.7 μm孔径)，其次是聚碳酸酯道蚀法、硝酸纤维素法、尼龙法和“其他”膜类型，包括醋酸纤维素和聚醚砜。

过滤片通常在−20°C冷冻以保存DNA，但存储时间往往没有报道。

沉淀和过滤方法的完整分类可以在图S6和S7中找到。

绝大多数检测(n = 125)使用的是商业提取试剂盒(82.0%)，而不是无品牌的流程(18.0%)，使用Qiagen DNeasy Blood和Tissue Kit最常用(47.76%;n = 110)。

化学物质和机械破坏仅次于用化学物质进行细胞裂解。商业试剂盒通常采用带温度的酶来诱导细胞裂解，缺乏抑制剂去除步骤，但萃取后去除抑制剂并不常见。

萃取后去除抑制剂是通过相分离或化学絮凝来完成的，使用Zymo One Step PCR Inhibitor Removal Kit，Promega Wizard Genomic DNA Purification Kit，氯仿和稀释实现。

大多数检测(n = 136)采用定量PCR检测线粒体基因(69.9%)。

技术重复，反应量，模板DNA量，和一个内部阳性对照，来测试抑制效应，确定检出限。

大多数检测(n = 145)没有测量、记录或报告环境参数，这些参数可能会影响DNA在各状态之间的分布，并决定DNA的稳定性。记录和报告的参数包括温度(50.3%)、pH值 (22.0%)、紫外线照射(9.0%)、季节(68.0%)、林冠盖度(3.0%)、电导率/盐度(22.0%)、地质情况(12.0%)和溶解氧(15.0%)。

图3 桑基图总结了研究中通过保存、捕获、过滤保存、提取(裂解和抑制剂去除)和检测的分析方法流程。大小与使用特定方法的次数成正比。

综上所述，我们的分析表明，大多数单物种研究都采用了类似且eDNA状态可能受限的分析方法。

如果不发生堵塞，大多数研究使用的过滤孔径能够使大多数溶解的eDNA通过该孔径。

过滤后，eDNA用类似的裂解方法和纯化缓冲液进行分离，这些缓冲液与商业提取试剂盒的化学成分基本相似。

大多数商业试剂盒可能不会促进颗粒结合DNA的解吸。当然，缓冲液的成分需要确定，不过这是不可行的，因为其中大部分是商业机密。

如果这些商业试剂盒缓冲液没有竞争性的结合剂，并且pH值没有达到足以促进解吸的水平，那么很可能吸附在颗粒上的DNA没有被分离出来。

如果这些假设是正确的(即溶解的DNA通过过滤器，提取试剂盒缓冲液不促进解吸)，那么本文综述的研究中的eDNA检测可能仅来自细胞间或细胞器DNA。

不过还需要进行广泛的研究，比较特定的分子方法是否能同时纯化多种eDNA状态，以验证这一说法。

6.如何建立不同状态的分析方法

在eDNA研究中，适当分析方法的控制的重要性是众所周知的。这包括旨在评估污染的现场和实验室控制(阴性对照)，分析精密度(生物和技术重复)和灵敏度(阳性对照)。然而，这些控制没有考虑到eDNA在不同状态的存在，也不能评估每个状态(或多个状态)的eDNA是否被准确量化。

此外，对照的不完全恢复通常会导致PCR存在抑制的结论。虽然这是一种可能性，但我们认为，结果也可能是混乱的，因为如果样本中存在四种状态，目前的方法可能无法完全提取所有的DNA。因此，需要额外的分析来消除观察到的信号衰减的原因(如PCR抑制vs .低效的跨状态提取)。

这些控制步骤以及何时将它们添加到工作流中还不存在。我们接下来提供了一些想法，但需要进行更多关于如何做到这一点的研究。

在eDNA文献中使用了各种分析控制，但这些应用不一致。一些研究人员提倡多路复用分析对于一个给定的目标物种一起设计一个试验来检测共发生的物种在环境中无处不在，如藻类(如使用广义植物叶绿体DNA分析)，来证明PCR反应没有被抑制。然而，由于任何物种的eDNA的状态(图1)和浓度都是未知的，这一通用标记不能用于评估PCR抑制率或未检测到是否由于eDNA恢复效率低。为了解决这个问题，已知DNA浓度和状态的内部标准可以应用在工作流的各个阶段(图4)。

合成的DNA已被用作内部阳性对照来定量PCR的相对抑制程度，但这不能解释不同eDNA状态提取效率低的原因。

在提取/沉淀步骤之前，对照中的“内标（spike）”可能导致对照DNA的某种吸附，但同样，PCR信号的衰减不能被有效的区分为抑制或者低效的恢复率。

图4 样品处理步骤包括水的保存、eDNA捕获和保存、eDNA提取和eDNA检测。每一步都可以通过几种方式完成，每一种方式都可能与特定eDNA状态的丧失相关。

开发分析控制来评估eDNA是否与细胞碎片结合、吸附到颗粒或溶解在溶液中仍然是一个挑战。

粒径分级的方法可以通过多个孔径逐渐变小的过滤器过滤样品，然后从每个过滤器和滤液中提取eDNA来实现。假设任何通过过滤器进入滤液的DNA都代表溶解的eDNA，甚至可能是颗粒，就有可能对这个池进行量化。但是，从过滤器中恢复的eDNA不能分离成细胞结合和颗粒结合的DNA。

分离可溶性DNA(即细胞外和与颗粒结合的DNA)和不可溶性DNA(即仍在细胞内的DNA)的方法已经开发出来。它们平行应用于已知的细胞、粒子和溶解eDNA的混合物，可以证明通过分离不同的状态并分别分析它们来检测目标物种或群落具有启发意义。

然而，在组装混合物之前，对每个类别的eDNA进行量化是不容易的，即使这样，该方法也不能轻易评估在提取过程中可能发生的DNA在状态之间的动态转换。

尽管存在这些问题，但结合使用细胞材料、质粒(作为细胞器的替代品)、合成DNA和各种吸附剂材料，以及在不同的环境条件梯度下应用的粒径分级和多种提取技术，当有选择地应用于每个样品处理步骤时，可以产生关于eDNA状态之间的提取效率和它们之间的动态转换过程的新见解。

7.分析步骤和未来实验的推荐

越来越多的文献表明，基于DNA的检测是一种强大的、敏感的和非入侵的生物多样性检测方法，然而现有的方法在多大程度上容易受到效率低下的影响仍有待系统研究。很明显，eDNA至少存在四种状态，并不是所有的状态都可以用各种方法组合捕获(图3)。

为了最大限度地提高检出率，理想情况下应该利用从所有状态捕获和分离DNA的方法，例如使用不同孔径过滤水 (即捕获颗粒结合物或细胞DNA，避免堵塞过滤器)，然后沉淀滤液(即捕获溶解的DNA)。

具体来说，当从浑浊的水中捕获和提取eDNA时，或在过滤器上存在高浓度悬浮物时，应考虑吸附效应。DNA提取的一个副作用是细胞裂解过程中细胞内DNA的释放，它可能会遇到过滤过程中带正电的矿物表面，导致新释放的DNA在提取过程中与颗粒结合，随后降低DNA产量。在这种情况下，有效地从矿物表面提取DNA的提取缓冲液需要有相应的成分，以有利于解吸和防止从细胞中释放的DNA的吸附。

特别是，这些萃取缓冲液应(i)具有足够高的pH值(即碱性，pH值9 - 10)，以导致DNA--吸附静电斥力，但不能太高以促进碱基催化的DNA主链水解;(ii)包含竞争共吸附物，如磷酸盐、五磷酸盐，或可能不包含分析物DNA目标序列的其他DNA分子; (iii)包含二价阳离子络合剂，以尽量减少DNA与带负电荷的吸附表面阳离子桥接的可能性。