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微生物和人一样会借助于语言进行交流。微生物交流的主要方式之一是群体感应（quorum sensing，QS）。微生物的生长并不是一个简单的微生物个体在环境中获得营养物质、生长繁殖的过程，它涉及增殖细胞在定期传代培养期间引起的细胞群体密度的波动，伴随着细胞代谢，生长速率和运动的改变，导致细胞的微环境和宏观环境发生相应的变化[1]。在细胞群体密度低时，微生物增殖遵循单细胞指数增殖模式；当细胞群体密度升高至一定程度，微生物增殖转变成“群体”模式，即类似于多细胞生物体内多细胞分工不同、协调合作的模式[2]。微生物的这种菌群密度依赖现象称之为群体感应或细胞依赖性基因表达（cell density dependent control of gene expression）[3]。QS是菌群细胞之间进行交流的过程。微生物通过群体感应分泌一种被称之为自诱导物（Autoinducers，AIs）的化合物信号分子，AIs随菌群密度的增加而增加。当AIs达到一定阈值浓度后，被菌体表面特定受体感应，进而激活或抑制特定的靶基因表达，进而调控菌群之间的群体行为发生（图1）[4]。这些群体行为包括：毒力因子分泌、生物被膜形成、菌群共生、生物发光、抗生素合成、核酸合成，调控微生物-宿主之间的相互作用。  图1. 微生物基于化学语言进行社交通信。 近年来，随着各种QS调控系统的机制不断被研究阐明，群体感应系统参与肠道失衡的调控机制和路径有了愈加深入的研究。微生物QS根据不同的分类方式可分为不同的类型，如菌内QS和菌间QS。目前研究的较为清楚的且常见的QS系统主要有以下几类：N-高丝氨酸内酯类（N-acyl-homoserine lactones，AHL）、呋喃硼酰二酯类（autoinducer-2，AI-2）、喹诺酮类（pseudomonas quinolone signal，PQS）、可扩散性信号分子（diffusible signal factor，DSF）、自诱导寡肽类（autoinducing peptide，AIP）[5]。 1、AHLs介导的的AI-1型QS系统 AHL类QS系统也被称为LuxI/R类QS系统，主要存在与革兰氏阴性菌中，是目前最广泛被研究的QS系统。如图2所示，在细胞中，LuxI催化S-腺苷甲硫氨酸（SAM）和带电荷的acyl-ACP酰化得到acyl-SAM，随后acyl-SAM内酯化，脱去甲硫蛋氨酸形成AHL信号分子。AHLs结合并激活LuxR，AHL-LuxR复合物会在称为lux框的反向重复区域结合20bp的DNA片段，lux框位于调控基因转录起始位点上游约40bp。在V. fischeri中，低细胞密度下，荧光素酶操纵子luxICDABE转录发生在基础水平，高细胞密度导致AHLs的积累，结合并激活LuxR。一旦AHL-LuxR和DNA结合，RNA聚合酶就被寡集到启动子区域，刺激下游基因luxIABCDE的表达，引起生物发光，并增加更多的LuxI和LuxR蛋白的产生[6]。  图2. AHL介导的QS系统模式 2、AI-2介导的LuxS型QS系统 相比于其他QS系统的种内通信，AI-2系统可以进行种间信息交流。在胞内，AI-2信号分子由LuxS合成，因此AI-2系统又称为LuxS系统。AI-2受体主要有2种类型：即LuxP和LsrB受体，最初在哈氏弧菌（Vibrio harveyi）和鼠伤寒沙门氏菌（Salmonella typhimurium）中得到表征，相比于只在弧菌属中发现的LuxP，LsrB还存在于大肠杆菌（Escherichia coli）、植物共生菌中华根瘤菌（Sinorhizobium meliloti）、放线菌（Aggregatibacter actinomycetemcomitans）中。LuxS在胞内合成AI-2前体分子DBD（（4，S）-4，5-二羟基-2，3-戊二酮），DBD在胞内聚集形成以动态平衡方式存在的异构体形式，LuxP和LsrB由于和AI-2分子结合部位的氨基酸组成不同，导致结合底物结构存在差异，LuxP结合S-THMF-硼酸酯（（2S，4S）-2-甲基-2，3，3，4-四羟基四氢呋喃-硼酸酯），LsrB结合R-THMF（（2R，4S）-2-甲基-2，3，3，4-四羟基四氢呋喃）。在结合响应AI-2信号分子方面，LuxP调节跨膜传感器组氨酸激酶蛋白的活性，进而调节磷酸化信号转导级联反应，而LsrB是内化AI-2的ATP结合盒（ABC转运系统）的一部分。 以鼠伤寒沙门氏菌中LuxS-LsrB介导的QS系统为例，如图3。LuxS在胞内合成DBD，DBD随着浓度积累异构化成AI-2分子，亲水的AI-2通过膜蛋白TqsA被输出到细胞膜外，并随着细菌密度成比例地积累。一旦AI-2积累到阈值浓度，它就会被LsrK内在化和磷酸化。然后，磷酸化的AI-2（Pi-AI-2）可以与转录调节因子LsrR结合，阻断LsrR对lsr操纵子的阻遏作用并激活LsrABCDFG的转运。LsrB受体和相关的ABC转运蛋白（LsrACD）促进AI-2内在化并进而耗尽细胞外AI-2。在大肠杆菌中，LsrG进一步处理Pi-AI-2，LsrG催化Pi-AI-2异构化为3-羟基-2，4-戊二酮-5-磷酸酯（P-HPD）与3，4，4-三羟基-2-戊酮-5-磷酸（P-TPO）处于平衡状态。然后，LsrF催化乙酰基从P-HPD到CoA的转移，产生磷酸二羟基丙酮酯（DHAP）和乙酰基CoA（细胞在糖酵解和柠檬酸循环等代谢途径中使用的关键代谢物）[7]。  图3. AI-2介导的QS系统模式 3、喹诺酮类介导的PQS型QS系统 在铜绿假单胞菌中，QS系统除了以AHLs介导的LasI/R和RhlI/R系统外，还存在一种由2-庚基-3-羟基-4（1H）-喹诺酮（2-heptyl-3-hydroxy-4(1H)-quinolone，PQS）介导的QS系统。PqsH受LasR正调控，受RhlR负调控，进一步建立了和AHLs型QS系统之间的联系。las-rhl-pqs三个QS系统既相互调控又分级工作：las系统首先激活，然后正调控rhl和pqs系统，pqs正调控rhl，rhl负调控pqs。该系统信号分子是一类以4-喹诺酮为核心的喹醛酮类分子，通常在第二位被烷基取代。烷基喹诺酮（alkyl-quinolone，AQ）参与细菌中的多种促进毒力的功能，如靶向宿主细胞、刺激细胞毒性外囊泡（OMVs）的产生，以及克服细胞密度依赖性调控并合成产物等。 在铜绿假单胞菌细胞中，pqsABCDE基因介导催化蒽酮前体生成50多种其他AQs，包括2-庚基-4（1H）-喹诺酮（2-heptyl-4-hydroxyquinoline，HHQ），在单加氧酶PqsH作用下转化为PQS。随后PQS分子和QS受体蛋白PqsR（MvfR）结合，进而调控细菌的群体感应。pqsABCDE操纵子表达和AQs的产生受LysR型调控因子PqsR（MvfR）及同源配体PQS结合后的调控。Vrla等[8]表明推定的机械传感器PilY1抑制AlgR-AlgZ两组分系统，AlgR诱导RhlR，RhlR可以在特定条件下诱导pqsABCDE操纵子。 4、DSF类介导的QS系统 扩散信号分子DSF代表了一种新的QS信号分子，存在于多种革兰氏阴性菌内，其主要分子结构为顺式-2-不饱和脂肪酸，侧链含有不同长度和饱和性的脂肪链。细菌可以产生一种或多种DSF分子，如铜绿假单胞菌的顺式-2-十烯酸（Pseudomonas DSF，PDSF）和伯克霍尔德菌（Burkholderia cenocepacia）的顺式-2-十二烯酸（Burkholderia DSF，BDSF）。DSF信号分子可以调节细菌病原体的运动、生物被膜形成、铁摄取、胞外多糖(EPS)和胞外酶的产生以及毒力因子的生成。DSF介导的QS系统主要由RpfF、RpfB、RpfC、RpfG蛋白和DSF分子组成。RpfF是DSF分子合成的关键酶，具有脱水酶和硫代酯酶活性，以3-羟基酰基-ACP为直接底物合成DSF分子。RpfB蛋白涉及DSF分子的转运等。RpfC和RpfG构成了DSF型QS信号感知和转导的双组分调节系统。RpfG蛋白包含一个保守的HD-GYP结构域，该结构域具有磷酸二酯酶活性并能够降解c-di-GMP。 如图4，在细菌胞内，RpfF裂解acyl-ACP的硫酯键以释放完整的ACP，然后其烯酰-CoA水合酶活性将完整的ACP底物脱水成DSF。RpfC由跨膜结构域（TM），组氨酸激酶结构域（ HK），受体结构域（REC）和组氨酸磷酸转移酶结构域（HTP）组成。RpfC将信号传输至响应调控蛋白RpfG，RpfG蛋白N末端响应调节域（RR）直接与RpfC相互作用，而HD-GYP域将c-di-GMP降解为两个GMP分子。在低细胞密度下，RpfC与RpfF形成复合物，阻断其酶活性，抑制DSF信号生物合成；c-di-GMP与全局转录因子克隆结合，抑制RpfB的表达。在高细胞密度下，RpfF被释放并产生DSF信号。c-di-GMP的降解会释放出游离的全局调控因子Clp蛋白，从而进一步激活下游基因，包括毒力因子的表达。  图4. DSF介导的QS系统模式 5、AIP类介导的QS系统 不同于革兰氏阴性菌中的QS信号分子多样化，革兰氏阳性菌一般采用环状寡肽的分子进行群体交流，称为自诱导肽（AIPs）。肽类在细菌中的QS一般可分为2种类型：一是双组分系统。如经典的金黄色葡萄球菌（Staphylococcus aureus）的agr型QS系统（图5），ArgD合成AIPs的前肽，被膜蛋白ArgB加工成熟运输至胞外积累，AIPs达到阈值浓度后会被组氨酸激酶受体ArgC识别信号并转导。同时会激活响应调节因子AgrA，引起ArgA自磷酸化，促进agrABCD操纵子基因和QS下游基因的表达。ArgC在细胞膜外环也参与影响了细菌的QS行为。双组分系统还存在于肺炎链球菌（Streptococcus pneumoniae）的com系统和粪肠球菌（Enterococcus faecalis）的fsr系统中。二是RRNPP系统。由最初发现的物种而命名，Rap（枯草芽孢杆菌，Bacillus subtilis）、Rgg（链球菌，Streptococcus）、NprR（蜡状芽孢杆菌，Bacillus cereus）、PlcR（蜡状芽孢杆菌，B. cereus）和PrgX（粪肠球菌，E. faecalis）。不同于双组分系统，此系统中AIP不与膜受体结合，在胞外达到阈值浓度后经浓度梯度导入胞内，与受体蛋白和响应调节因子反应，进而调控下游相关基因表达。 在表皮葡萄球菌（Staphylococcus epidermidis）中，发现了3种不同的agr型QS系统（I-III），其中AIP信号不同，AgrBCD受体也具有可变性。有趣的是，这些AIP信号还能抑制其他类型的受体，如AIP-II和AIP-III各自抑制AgrC-I，而AIP-I抑制AgrC-II和AgrC-III。不同的AIP和ArgC之间的激活和拮抗作用为寡肽类的信号分子作用机制提供了新的见解。  图5. AIP介导的QS系统模式 6、其他类型的QS系统 微生物中除了上述较为清晰明了的QS调控系统之外，还有一些较为罕见的QS信号分子，它们介导不同的QS系统。如大肠和沙门氏菌等革兰氏阴性菌内自身不含AHLs合成基因，但他们自身表达SdiA蛋白，可以识别并相应其他菌种产生的AHLs分子，从而调控下游基因的表达。肠出血性大肠杆菌O157:H7 （EHEC）通过肾上腺素衍生物作为信号分子，调控细菌的毒力因子和生物被膜形成[9]。Yajima等[10]在青枯雷尔氏菌（Ralstonia solanacearum）中发现了一种推定的QS信号分子2-羟基-4-（（甲基氨基）（苯基）甲基）-环戊酮（2-hydroxy-4-（（methylamino）（phenyl）methyl）cyclopentanone，HMCP），并从结晶功能验证QS效应。2-（2-羟苯基）-噻唑-4-甲醛（IQS）已被证明是铜绿假单胞菌里第4种QS系统中的QS信号分子[11]。 参考文献 [1] Trajkovic K, Valdez C, Ysselstein D, et al. Fluctuations in cell density alter protein markers of multiple cellular compartments, confounding experimental outcomes[J]. PLOS ONE,2019,14(2):e211727. [2] Parsek M R, Greenberg E P. Sociomicrobiology: the connections between quorum sensing and biofilms[J]. Trends in Microbiology,2005,13(1):27~33. [3] Fuqua W C, Winans S C, Greenberg E P. Quorum sensing in bacteria: the LuxR-LuxI family of cell density-responsive transcriptional regulators[J]. J Bacteriol,1994,176(2):269~275. [4] Thompson J A, Oliveira R A, Djukovic A, et al. Manipulation of the Quorum Sensing Signal AI-2 Affects the Antibiotic-Treated Gut Microbiota[J]. Cell Reports,2015,10(11):1861~1871. [5] Wu S, Liu J, Liu C, et al. Quorum sensing for population-level control of bacteria and potential therapeutic applications[J]. Cellular and Molecular Life Sciences,2020,77(7):1319~1343. [6] Prescott R D, Decho A W. Flexibility and Adaptability of Quorum Sensing in Nature[J]. Trends in Microbiology,2020,28(6):436~444. [7] Xue T, Zhao L, Sun H, et al. LsrR-binding site recognition and regulatory characteristics in Escherichia coli AI-2 quorum sensing[J]. Cell Res,2009,19(11):1258~1268. [8] Vrla G D, Esposito M, Zhang C, et al. Cytotoxic alkyl-quinolones mediate surface-induced virulence in Pseudomonas aeruginosa[J]. PLOS Pathogens,2020,16(9):e1008867. [9] Barrasso K, Watve S, Simpson C A, et al. Dual-function quorum-sensing systems in bacterial pathogens and symbionts[J]. PLOS Pathogens,2020,16(10):e1008934. [10] Yajima A, Katsuta R, Shimura M, et al. Disproof of the Proposed Structures of Bradyoxetin, a PutativeBradyrhizobium japonicum Signaling Molecule, and HMCP, a PutativeRalstonia solanacearum Quorum-Sensing Molecule[J]. Journal of Natural Products,2021,84(2):495~502. [11] Cornelis P. Putting an end to the Pseudomonas aeruginosa IQS controversy[J]. MicrobiologyOpen (Weinheim),2020,9(2):e962. 作者：菌子兰 排版: 小益君 校正：小栗子、小歪 |
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