黄土高原不同年限苜蓿土壤固氮微生物群落特征

DOI: 10.12357/cjea.20220505

王晓菲, 罗珠珠, 李玲玲, 牛伊宁, 孙鹏洲, 海龙, 李林芝. 黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构和丰度特

征[J]. 中国生态农业学报 (中英文), 2023, 31(5): 665?676

WANG X F, LUO Z Z, LI L L, NIU Y N, SUN P Z, HAI L, LI L Z. Characteristics of structure and abundance of soil nitrogen-fixing

bacterial community in alfalfa with different growing ages in the Loess Plateau[J]. Chinese Journal of Eco-Agriculture, 2023, 31(5):

665?676

黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构

和丰度特征

王晓菲1, 罗珠珠1,2, 李玲玲2, 牛伊宁2, 孙鹏洲1, 海　龙1, 李林芝1

(1. 甘肃农业大学资源与环境学院　兰州　730070; 2. 省部共建干旱生境作物学国家重点实验室　兰州　730070)

摘　要: 生物固氮是紫花苜蓿(Medicago sativa)土壤氮素的重要来源, 固氮微生物数量及其群落结构变化对土壤氮

素供应和肥力维持起着重要作用。本研究采用Illumina MiSeq测序和荧光定量PCR技术, 探究了黄绵土区玉米农

田和不同种植年限[2019年(2年)、2012年(9年)、2003年(18年)]紫花苜蓿地土壤nifH固氮基因丰度、nifH固

氮微生物群落结构和多样性, 通过共现网络分析丰富和稀有固氮微生物的生态地位, 耦合土壤理化性质明确影响固

氮微生物群落结构的主导因子。结果表明, 黄绵土固氮微生物nifH基因丰度为2.97×106~5.93×106 copies?g?1(干土),

且表现为苜蓿地显著高于玉米农田。土壤样品经测序共获得有效序列176 367条, 主要分布在5门、8纲、11目、

15科、17属。门水平上, 变形菌门和蓝藻门为主要优势类群; 属水平以斯克尔曼氏菌属和固氮弧菌属为优势属。

与玉米农田相比, 多年持续种植紫花苜蓿显著提高了斯克尔曼氏菌属的相对丰度, 但其随种植年限延长呈降低趋势。

长期种植紫花苜蓿促生了固氮菌属、伯克氏菌属、弗兰克氏菌属、中慢生根瘤菌属、地杆菌属和慢生根瘤菌属等

生理类群, 同时也使得梭状杆菌属、红假单胞菌属和三离藻属消亡。RDA分析发现, 固氮微生物不同种群对环境因

子的响应并不一致, 具有各自的生态位, 但土壤全磷是影响土壤固氮微生物群落结构的主导环境因子, 其次是有机

碳和硝态氮。分子生态网络分析表明固氮菌生态网络中丰富类群占据生态系统核心地位, 且物种间均为协同合作

关系, 群落结构相对稳定, 对环境变化具有较强的适应能力。综上, 黄土高原半干旱区种植紫花苜蓿显著提高了土

壤nifH基因丰度, 改变了固氮微生物nifH群落结构, 该结果可为黄绵土固氮微生物多样性研究和紫花苜蓿适宜种

植年限的确定提供基础数据和理论依据。

关键词: 黄绵土; 紫花苜蓿; nifH基因; 丰富类群; 稀有类群; 生态网络

中图分类号: S154.3开放科学码(资源服务)标识码(OSID):



Characteristics of structure and abundance of soil nitrogen-fixing bacterial com-

munity in alfalfa with different growing ages in the Loess Plateau

WANG Xiaofei1, LUO Zhuzhu1,2, LI Lingling2, NIU Yining2, SUN Pengzhou1, HAI Long1, LI Linzhi1





国 家 自 然 科 学 基 金 项 目(31860364)、 甘 肃 省 中 央 财 政 引 导 地 方 科 技 发 展 专 项(ZCYD-2021-16)和 甘 肃 省 科 技 计 划 项 目(21JR7RA826,

21JR7RA830)资助

通信作者: 罗珠珠, 主要研究方向为土壤生态。E-mail: [e-mail]

王晓菲, 主要研究方向为土壤生态。E-mail: [e-mail]

收稿日期: 2022-06-30　接受日期: 2022-08-24

This study was supported by the National Natural Science Foundation of China (31860364), the Special Program for Local Science and Technology

Development Guided by Central Government of Gansu Province (ZCYD-2021-16) and Gansu Science and Technology Program (21JR7RA826,

21JR7RA830).

Corresponding author, E-mail: [e-mail]

Received Jun. 30, 2022; accepted Aug. 24, 2022



中国生态农业学报 (中英文)　?2023年5月　?第?31?卷　?第?5?期

Chinese?Journal?of?Eco-Agriculture,?May?2023,?31(5):?665?676

http://www.ecoagri.ac.cn

(1. College of Resources and Environmental Sciences, Gansu Agricultural University, Lanzhou 730070, China; 2. State Key Laboratory of

Aridland Crop Science, Gansu Agricultural University, Lanzhou 730070, China)

Abstract: Biological nitrogen fixation is a major nitrogen source in alfalfa fields, and the nitrogen supply and soil fertility can be

largely affected by the composition and quantity of the nitrogen-fixing bacterial community. In this study, a field experiment was con-

ducted to explore the soil nitrogen-fixing bacterial community structure and abundance characteristics in loessal soil with different al-

falfa growing ages (2, 9 and 18 years planted in 2019, 2012, and 2003, respectively), using farmland (maize field) as the control. The

fluorogenic quantitative real-time PCR technique was adopted in the experiment, using the high-throughput sequencing platform Illu-

mina MiSeq to target the nifH gene. We analyzed the ecological status of abundant and rare nitrogen-fixing microorganisms through

co-occurrence networks and identified the dominant factors affecting the community structure of nitrogen-fixing microorganisms by

soil coupling the physical and chemical properties. The results showed that long-term planting of alfalfa increased the organic carbon,

total nitrogen, and soluble carbon contents of the soil. The nifH gene abundance ranged from 2.97×106 copies?g?1 to 5.93×106 copies?g?1

in dry soil and was significantly higher in alfalfa fields than in farmland. The correlation analysis between the abundance of nifH gene

of nitrogen-fixing microorganisms and soil physicochemical factors showed that nifH gene abundance in the soil was positively cor-

related with bulk density (P=0.009) and soluble carbon content (P=0.005), positively correlated with total nitrogen (P=0.044) and

available potassium (P=0.013) contents, and negatively correlated with total phosphorus content (P=0.000) and nitrate content

(P=0.023). A total of 176 367 valid sequences were obtained, belonging to five phyla, eight classes, 11 orders, 15 families, and 17

genera. Proteobacteria and Cyanobacteria were the dominant phyla, accounting for 95.9%?98.9% and 0.2%?1.8% of the total se-

quences of the samples, whereas Skermanella and Azohydromonas were the dominant genera, accounting for 82.2%–87.6% and

1.6%–4.6%, respectively. Compared with farmland, continuous alfalfa planting significantly increased the relative abundance of Sker-

manella, but its’ relative abundance decreased with increasing alfalfa planting years. Long-term cultivation of alfalfa propagated mi-

crobial taxa, including Azotobacter, Burkholderia, Frankia, Mesorhizobium, Geobacter, and Bradyrhizobium; whereas Clostridium,

Rhodopseudomonas, and Trichormus were sterilized. Redundancy analysis (RDA) showed niche differentiation for the nitrogen-fix-

ing bacterial community in response to environmental factors, but total phosphorus, organic carbon, and nitrate-nitrogen in the soil

were the dominant environmental factors for the nitrogen-fixing bacterial community structure. Analysis of the molecular ecological

network showed that there were 520 nodes and 4170 edges in the network of nitrogen-fixing microorganisms in maize fields and al-

falfa soil, among which 24 nodes belonged to the abundant group, 93 nodes belonged to the rare group, and 403 nodes belonged to the

transitional group. There was one internal connection of abundant taxa, 2187 internal connections of transitional taxa, and 358 intern-

al connections of rare taxa. Nitrogen-fixing bacteria have a cooperative relationship in their ecological network, with a relatively

stable community structure and strong adaptability to environmental changes. This study provides basic data and a theoretical basis

for the diversity of nitrogen-fixing microorganisms in loess soil and the determination of a suitable planting period for alfalfa.

Keywords: Loessal soil; Medicago sativa; nifH gene; Abundant taxa; Rare taxa; Ecological network



氮(N)作为高等植物的必需营养元素, 是蛋白质、

核酸、生物碱等重要有机化合物的组分, 在作物生

长发育过程中发挥着不可替代的作用[1]。生物固氮

是在固氮微生物的作用下将大气中的分子态氮还原

成氨的过程, 每年约有40~70 Tg N通过该途径进入

农业生态系统[2-3]。研究表明[4], 生物固氮与固氮菌

属(Aztobacer)、固氮弧菌属(Azohydromonas)、伯克

氏菌属(Burkholderia)和固氮螺菌属(Azospirillum)等

需氧或厌氧微生物息息相关。固氮微生物多样性和

群落组成直接影响土壤氮循环与固氮速率, 可用于

衡量土壤质量状况[5]。固氮微生物中普遍存在着编

码固氮酶铁蛋白的nifH基因, 作为其遗传标记物, 序

列极度保守、系统发育树与16Sr RNA具有高度的

一致性[6], 被广泛应用于土壤固氮菌群落组成的研

究[7]。固氮微生物群落组成和多样性与作物类型[8]、

土地利用方式[9]及土壤理化特性密切相关[10]。

紫花苜蓿(Medicago sativa)在汉代从西域引入

我国, 迄今已有2000多年的种植栽培历史[11]。作为

多年生优质豆科作物, 紫花苜蓿由于营养物质丰富、

抗逆性强、生态价值和经济价值兼具的特性[12], 已然

成为黄土高原半干旱区退耕还林(草)的首选草种。

目前, 仅甘肃省苜蓿种植面积已达74.67万hm2, 商品

苜蓿产量达204 万t, 位居全国首位[13]。然而, 苜蓿持

续多年种植后, 严重消耗土壤水分和磷素[14-15], 土壤

生态环境恶化, 最终使得土壤微生物类群发生改变。

李裕元等[16]研究表明, 紫花苜蓿草地生长盛期持续

时间一般仅为3~5年, 到6~7年之后草地产草量迅速

下降, 演化为自然植被; 李玉山[17]研究表明, 紫花苜

蓿连续种植8年后, 产量和水分利用效率开始下降;

万素梅等[18]研究发现, 苜蓿生长超过6年产量开始

下降, 而超过8年后生长发生明显衰退; 才璐等[19]

通过Meta分析发现, 随苜蓿种植年限延长其产量和

666 中国生态农业学 报 (中英文 )?2023 第 31 卷

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水 分 利 用 效 率 表 现 出 先 升 后 降 的 趋 势, 其 中 种 植

3~5年苜蓿产量最高, 而种植6~8年苜蓿水分利用效

率最高。

本试验前期先后开展了半干旱黄绵土区种植紫

花苜蓿土壤水分和养分[20-21]的相关研究, 也针对土壤

微生物[14]进行了初步探索。不难发现, 目前已有的

研究大多聚焦于土壤细菌、真菌群落结构和多样性,

如牟红霞等[22]对引黄灌区不同种植年限紫花苜蓿土

壤真菌群落多样性特征研究发现, 连种苜蓿会增加

土壤中真菌菌群的多样性; 马欣等[14]对黄土高原不

同种植年限苜蓿土壤细菌群落结构和生态功能的研

究发现, 土壤细菌群落结构受种植作物的影响, 长期

种植苜蓿能够显著改变土壤细菌群落结构。对于固

氮菌, 李建宏等[5]研究发现, 在草地退化过程中, 土壤

固氮菌丰度降低的同时也改变了土壤固氮菌的群落

结构; 陈燕霞等[23]研究发现, 相比细菌和真菌, 5年生

苜蓿地固氮菌数量在西辽河平原10~20 cm土层中所

占比例最大, 而在0~10 cm、30~40 cm土层中比例较

少。但在黄绵土区, 关注土壤固氮微生物群落结构

和丰度的研究较少, 且对于固氮菌群落内部的相互

作用关系的研究处于空白, 而土壤固氮菌数量和群

落结构对土壤固氮速率和氮循环有直接的影响, 可

作为衡量土壤质量和草地退化程度的重要参考指

标[5]。为此, 本文运用Illumina MiSeq高通量测序技

术和荧光定量PCR技术分析了土壤固氮微生物群落

结构及丰度, 并探讨了土壤固氮菌群落结构随苜蓿

种植年限延长而发生的演替特征及其与土壤环境因

子的关系, 以揭示不同种植年限苜蓿土壤固氮能力

及固氮微生物生态功能, 从微生物视角来量化不同

种植年限苜蓿土壤质量状况, 为半干旱黄绵土区苜

蓿人工草地的可持续利用和适宜种植年限的确定提

供理论支撑。

1 材料与方法



1.1 研究区概况

试验设置在甘肃省定西市安定区李家堡镇甘肃

农业大学旱作农业综合试验站(104°44′E, 35°28′N),

该区属于典型的半干旱雨养农业区, 年均降水量和

蒸 发 量 约 为390 mm和1531 mm, 年 均 太 阳 辐 射

592.9 kJ?cm?2, 平均日照时数2476.6 h, 年均气温6.4 ℃,

无霜期141 d , 供试土壤为黄绵土。

1.2 试验设计

试 验 以2019年(种 植 年 限 为2年, L2019)、2012

年(种 植 年 限 为9年, L2012)、2003年(种 植 年 限 为

18年, L2003)建植的紫花苜蓿人工草地为研究对象,

并以农田(farmland)为对照, 农田种植当地主栽作物

玉米, 3次重复, 随机区组排列, 小区面积均为3 m×

7 m。紫花苜蓿品种为当地传统种植品种‘陇东苜

蓿’, 播量18 kg?hm?2, 行距20 cm, 草地建植时施纯氮

105 kg?hm?2, P2O5 105 kg?hm?2, 之后在紫花苜蓿生长期

间均未进行施肥。玉米参试品种为‘先玉335’, 种植密

度 5.25 万株?hm?2, 施纯氮200 kg?hm?2, P2O5 105 kg?hm?2。

1.3 土壤样品采集和理化指标的测定

1.3.1 样品采集

于2020年6月下旬, 在紫花苜蓿头茬盛花期, 在

每个小区内均按五点取样法采集耕层土壤样品, 剔

除其中掺杂的石砾和植物残渣等杂物后, 混匀后装

入灭菌自封袋, 干冰保存, 迅速带回实验室。将土样

分为3部分, 一份置于?80 ℃ 冰箱用于微生物群落结

构的测定, 一份置于4 ℃ 冰箱用于土壤硝态氮和铵

态氮测定, 另一份自然风干后过筛用于常规理化指

标的测定。

1.3.2 测定项目及方法

测 定 方 法 均 参 照 《 土 壤 农 化 分 析 》[24], 采 用

H2SO4-K2Cr2O7外加热(消煮温度为 180 ℃)法测定有

机碳(OC); 采用0.5 mol?L?1 NaHCO3浸提-钼锑抗比

色法测定速效磷; 采用HClO4-H2SO4消煮-钼锑抗比

色 法 测 定 全 磷; 采 用 凯 氏 定 氮 法 测 全 氮; 采 用

1.0 mol?L?1 CH3COONH4浸提-火焰光度法测定速效

钾; 使用pH计(液土比为5∶1)测定土壤pH; 硝态

氮(NO3?-N)、 铵 态 氮(NH4+-N)采 用2.0 mol?L?1 KCl

浸提-全自动间断化学分析仪(Smart Chem 450, 意大

利)测定。

1.4 土壤总DNA的提取和荧光定量PCR

土 样 总DNA依 照FAST DNA spin kit for soil

(116560-200, MP Biomedicals)提取试剂盒提取, 所提

取的 DNA纯度用1.0%琼脂糖凝胶电泳跑胶, 再用

凝胶成像仪(JY04S-3C, 北京君意东方电泳设备有限

公司)测定。荧光定量PCR: 土壤微生物总DNA提

取后, 利用目标基因引物进行PCR扩增, PCR仪为博

日LineGene9600plus型荧光定量PCR仪, PCR试剂

为ChamQ SYBR Color qPCR Master Mix (2X)(南京诺

唯赞生物科技有限公司), 具体的引物序列及反应条

件如表1所示。反应体系: 5 μL Ex Taq buf, 4 μL dNTP

Mix, 0.5 μL Ex Taq, PrimerF、Primer R、Template各

1 μL, 12.5 μL ddH2O。将PCR产物用QuantiFluor?-ST

蓝色荧光定量系统(Promega公司, 北京)进行定量检

测, 之 后 将 每 个 样 本 按 要 求 进 行 混 合 。 利 用 聚 合

DNA产物构建Miseq文库, 然后借助上海美吉生物

第 5 期 王晓菲等 : 黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构和丰度特征 667

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医药科技公司高通量测序平台(Illumina Miseq PE300)

测序, 并参照Poly方法[25]中的标准曲线计算nifH基

因丰度, 最终计算为每克干土的拷贝数。

1.5 高通量测序

功能基因数据库采用QIIME平台 (http://qiime.

org/scripts/assign_taxonomy.html)将获得的序列按最

小样本序列数抽平后进行生物信息学分析。运用

RDP classifier算法(version 2.11 http://sourceforge.net/

projects/rdp-classifier/)对97%相似水平下的所有序

列的OTU进行生物信息统计分析, 默认置信度阈值

为0.7[26], 并 基 于NT (Nucleotide Sequence Database)

数据库进行各样本在不同分类水平下的群落组成统

计, 比对方法: blast, 默认e-value值: 1e-5。使用Mothur软

件(version v.1.30.2 http://www.mothur.org/wiki/Schloss_

SOP#Alpha_diversity)进行多样性指数分析, 以上过

程均由上海美吉生物医药科技有限公司完成。

1.6 数据分析

土壤理化指标数据借助SPSS 21.0和Excel 2019

软件进行处理, 利用单因素(ANOVA)方差分析和多

重比较(LSD法, P=0.05)进行差异显著性分析。固

氮菌群落组成和多样性分析借助上海美吉公司I-

Sanger云平台进行, 利用Canoco 5.0软件对土壤固氮

菌群落和理化因子进行冗余分析(RDA), 用AI (Adobe

Illustrator CS6)软件进行图表修饰。分子生态网络的

构建是依赖于高通量测序所获得的OTU进行的, 为

确保数据的真实性、可靠性, 选择至少在8个样本

中出现的OTU进行生态网络的构建。在R平台中

使用‘igraph’软件包进行相关性矩阵分析, 并在Gephi

(Version 0.9.2)软件中绘制网络图。其中, 丰富物种

定义为在单个样本中相对丰度>1%, 在所有样本中平

均相对丰度>0.1%的OTU。在单个样本中平均相对

丰度<0.01%且在所有样本中平均相对丰度<0.001%

的OTU被定义为区域稀有物种[27]。选择至少在10

个(80%)样本中检测到的 OTU定义为核心物种。

2 结果与分析



2.1 土壤理化性质和固氮微生物nifH基因丰度

由表2可知, 土壤容重、可溶性氮、速效钾和

pH各处理间均无显著差异; 土壤有机碳、全氮和可

溶性碳含量随着苜蓿种植年限的延长均呈增加趋势,

其中 L2003 处理土壤有机碳、可溶性碳含量显著增加

(P<0.05), 而L2012 和 L2003 处理土壤全氮含量显著增

加(P<0.05); 土壤全磷和硝态氮表现为苜蓿地显著低

于玉米农田(P<0.05)。不同种植年限苜蓿地比较发

现, 随着苜蓿种植年限延长土壤全氮含量显著增加

(P<0.05), 土壤有机碳、可溶性碳和硝态氮含量表现

为L2003处理显著高于L2012和L2019处理(P<0.05), 土

壤 全 磷 含 量 表 现 为L2003处 理 显 著 低 于L2012处 理

表 1 目标基因的引物名称及引物序列

Table 1 Primer names and primer sequences of target genes

目标基因 Target gene 引物 Prime 引物序列 Sequence PCR反应条件 PCR condition

nifH gene nifH-F 5′-AAA GGYGGW ATC GGY AAR TCC ACC AC-3′ 95 ℃ 预变性 3 min 1个循环 ; 95 ℃ 变性 30 s; 56 ℃ 退火 30 s;

72 ℃ 延伸 40 s, 35 个循环 。

95 ℃ for 3 min × 1 cycle, 95 ℃ for 30 s, 56 ℃ for 30 s,

72 ℃ for 40 s × 35 cycles.

nifH-R 5′-TTG TTS GCS GCR TACATS GCC ATC AT-3′

表 2 不同处理土壤理化性状和nifH基因丰度

Table 2 Soil physicochemical properties and nifH gene abundance under different treatments

项目 Item Farmland L2019 L2012 L2003

容重 Bulk density (SBD, g?cm?3) 1.18±0.01a 1.21±0.01a 1.23±0.02a 1.25±0.03a

有机碳 Organic carbon (OC, g?kg?1) 9.86±0.11b 9.79±0.14b 10.48±0.26b 11.65±0.30a

全氮 Total nitrogen (TN, g?kg?1) 0.98±0.04c 0.96±0.05c 1.13±0.01b 1.28±0.02a

全磷 Total phosphorus (TP, g?kg?1) 0.82±0.01a 0.74±0.01bc 0.76±0.01b 0.72±0.01c

硝态氮 Nitrate nitrogen (mg?kg?1) 17.41±0.19a 11.55±0.46c 11.42±0.14c 13.94±0.71b

铵态氮 Ammonium nitrogen (mg?kg?1) 1.68±0.05b 2.67±0.07a 2.92±0.05a 1.99±0.20b

可溶性碳 Dissolved organic carbon (DOC, mg?kg?1) 109.59±5.14b 118.96±3.84b 119.55±2.36b 134.65±2.63a

可溶性氮 Dissolved organic nitrogen (DON, mg?kg?1) 56.17±4.70a 41.66±3.45a 47.92±0.54a 53.55±3.49a

速效钾 Available potassium (AK, mg?kg?1) 155.50±9.02a 183.33±9.44a 177.00±2.26a 184.83±3.24a

pH 8.42±0.06a 8.58±0.07a 8.65±0.06a 8.55±0.07a

nifH基因丰度 Abundance of nifH gene [nifH, ×106copys?g?1(dry soil)] 2.97±0.30c 5.21±0.29ab 4.54±0.32b 5.93±0.26a

　 数据为平均值±标准误(n=3), 同行不同小写字母表示不同处理间差异显著(P<0.05), Farmland、L2019、L2012和L2003分别表示农田、苜蓿种植时间为

2019年、2012年和2003年。Data in table are mean ± standard error (n=3). Different lowercase letters in the same line indicate significant differences among

different treatments (P<0.05). Farmland, L2019, L2012, and L2003 denote farmland and Medicago sativa lands planting in 2019, 2012, and 2003, respectively.

668 中国生态农业学 报 (中英文 )?2023 第 31 卷

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(P<0.05), 铵态氮则表现为L2003处理显著低于L2012和

L2019处理(P<0.05)。

黄绵土固氮微生物nifH基因丰度范围为2.97×

106~5.93×106 copies?g?1(干土)。与玉米农田相比, 苜

蓿地土壤固氮菌nifH基因丰度均显著增加(P<0.05),

L2019、L2012和L2003处理土壤nifH基因丰度分别增加

75.4%、53.0%和99.5%。不同种植年限苜蓿地表现

为L2012处理显著低于L2003处理(P<0.05)(表2)。土壤

固 氮 菌nifH基 因 丰 度 与 理 化 因 子 相 关 分 析 表 明

(表3), 土壤nifH基因丰度与容重(P=0.009)和可溶

性 碳 含 量(P=0.005)呈 极 显 著 正 相 关, 与 全 氮(P=

0.044)和速效钾含量(P=0.013)呈显著正相关, 与全

磷 含 量(P=0.000)呈 极 显 著 负 相 关, 与 硝 态 氮 含 量

(P=0.023)呈显著负相关关系。



表 3 土壤固氮菌nifH基因丰度与土壤理化性状的相关系数

Table 3 Correlation coefficients between nitrogen-fixing bacteria nifH gene abundance and soil physicochemical properties

nifH SBD OC TN TP NO3?-N NH4+-N DOC DON AK pH

nifH 1.000

SBD 0.714 1.000

OC 0.511 0.420 1.000

TN 0.589 0.529 0.936 1.000

TP ?0.865 ?0.618 ?0.522 ?0.498 1.000

NO3??N ?0.646 ?0.462 ?0.027 ?0.141 0.651 1.000

NH4+?N 0.305 0.275 ?0.085 ?0.026 ?0.355 ?0.818 1.000

DOC 0.750 0.451 0.795 0.815 ?0.725 ?0.351 0.022 1.000

DON ?0.326 ?0.283 0.235 0.264 0.281 0.590 ?0.686 0.217 1.000

AK 0.688 0.267 0.341 0.371 ?0.604 ?0.585 0.398 0.509 ?0.233 1.000

pH 0.531 0.664 0.109 0.281 ?0.308 ?0.612 0.619 0.165 ?0.435 0.492 1.000

　　: P<0.01; : P<0.05; 项目名称见表2。The names of items are shown in the table 2.





2.2 土壤固氮微生物群落多样性

土壤固氮菌群落多样性分析结果如图1所示。

其中Sobs指数(图1A)和Shannon指数(图1D)表现

为不同种植年限苜蓿地均低于玉米农田, Chao指数

(图1B)表现为L2012和L2003处理高于玉米农田, Simpson

指数(图1C)表现为不同种植年限苜蓿地均高于玉

米农田, 但各指数在处理间均无显著差异。研究同

时发现, 随着苜蓿种植年限的延长, 土壤固氮菌Sobs



160 A

C

B

D

150

140

130

120

110

100

90

80

190

180

170

160

150

140

130

120

110

100

0.185

0.180

0.175

0.170

0.165

0.160

0.155

0.150

0.145

P=0.374

P=0.320

P=0.224

P=0.070

2.55

2.50

2.45

2.40

2.35

2.30

2.25

2.20

2.15

2.10

Farmland L2019 L2012 L2003 Farmland

处理 Treatment

L2019 L2012 L2003

Sobs

指数

Sobs index

Simpson

指数

Simpson index

Chao

指数

Chao index

Shannon

指数

Shannon index



图 1 不同处理土壤固氮微生物Alpha多样性

Fig. 1 Alpha diversity of soil nitrogen-fixing microbial communities under different treatments

Farmland、L2019、L2012和L2003分别表示农田、苜蓿种植时间为2019年、2012年和2003年。Farmland, L2019, L2012, and L2003 denote farmland and

Medicago sativa lands planting in 2019, 2012, and 2003, respectively.

第 5 期 王晓菲等 : 黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构和丰度特征 669

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指数、Chao指数和Shannon指数逐渐升高, Simpson

指数表现为先降低后升高趋势。

基 于OTU水 平 对 土 壤 样 本 进 行NMDS分 析

(图2), 发现应力函数值(Stress)小于0.1, 说明NM-

DS分析排序较好, 可较准确地反映样本点的真实分

布。玉米农田与苜蓿土壤样本点呈交叉分布。 进一

步采用基于距离矩阵的Adonis检验发现, 4个处理

总体组间固氮菌群落构成存在显著差异(P<0.05), 但

处理间两两差异不显著。

0.08

0.06

0.04

0.02

0

?0.02

NMDS2

NMDS1

?0.04

?0.06

?0.08

?0.10

?0.15 ?0.10 ?0.05 0 0.05 0.10 0.15 0.20

Farmland

L2019L

2012L

2003Stress: 0.071, R

2=0.422,

P=0.009



图 2 不同处理土壤固氮菌非度量多维尺度分析

Fig. 2 Nonmetric multidimensional scale analysis of soil

nitrogen-fixing microbial communities under different

treatments

Farmland、L2019、L2012、L2003分 别 表 示 农 田 、 苜 蓿 种 植 时 间 为

2019年 、 2012年 和 2003年 。 Farmland, L2019, L2012, and L2003 denote

farmland and Medicago sativa lands planting in 2019, 2012, and 2003, re-

spectively.



2.3 土壤固氮微生物群落结构

本研究土壤样品经测序共获得有效序列176 367

条, 按最小样本序列数抽平后进行OTU划分和物种

注释, 共获得698个OTUs, 主要分布在5门、8纲、

11个目、15科、17属。门分类水平(图3A), 黄绵土

分类不明确物种(Unclassified)较少, 仅占总序列的

0.8%~1.8%; 已注释的固氮微生物为变形菌门(Pro-

teobacteria)、 蓝 藻 门 (Cyanobacteria)、 厚 壁 菌 门

(Firmicutes)、 疣 微 菌 门(Verrucomicrobia)和 放 线 菌

门(Actinobacteria), 其中变形菌门和蓝藻门为优势类

群, 相对丰度分别为95.9%~98.9%和0.2%~1.8%。疣

微菌门(0.03%)为玉米农田土壤特有群落, 而放线菌

门(0.02%)为苜蓿地土壤特有群落。与玉米农田相

比, 苜 蓿 地 土 壤 变 形 菌 门 相 对 丰 度 显 著 升 高(P<

0.05), 厚壁菌门相对丰度显著降低(P<0.05); 蓝藻门

表现为苜蓿地低于玉米农田, 但处理间差异不显著。

随着苜蓿种植年限的延长, 苜蓿地土壤变形菌门和

厚壁菌门相对丰度呈先升后降趋势, 而蓝藻门表现

为先降后升趋势, 但差异均不显著。

属水平上, 已注释的固氮微生物有17属, 占总序

列的86.1%~92.8%, 未明确分类物种占7.0%~13.9%,

这说明黄绵土中仍蕴藏着一些未知的固氮微生物资

源, 有待进一步挖掘研究(图3B)。斯克尔曼氏菌属

(Skermanella)和固氮弧菌属为土壤主要优势属, 相对

丰度分别为82.2%~87.6%和1.6%~4.6%。与玉米农

田相比, 苜蓿地土壤斯克尔曼氏菌属相对丰度显著

升高(P<0.05), 鱼腥藻属(Anabaena)和类芽孢杆菌

属(Paenibacillus)相对丰度显著降低(P<0.05)。随着

苜蓿种植年限的延长, 苜蓿地土壤斯克尔曼氏菌属

相 对 丰 度 逐 渐 降 低, 且L2003处 理 显 著 低 于L2012和

L2019处理(P<0.05); 鱼腥藻属相对丰度呈先降后升趋

势, 类芽孢杆菌属相对丰度为先升后降, 但各处理间

差异不显著。此外, 本研究还发现长期种植苜蓿后

土壤促生了一些特有固氮菌群落, 同时也使得另外

一些固氮菌群消亡, 比如固氮菌属、伯克氏菌属、

弗兰克氏菌属(Frankia)、中慢生根瘤菌属(Mesor-

hizobium)、 地 杆 菌 属(Geobacter)和 慢 生 根 瘤 菌 属

(Bradyrhizobium)仅在苜蓿地土壤检测到, 而在玉米

农田土壤并未检测到; 梭状杆菌属(Clostridium)、红

假 单 胞 菌 属(Rhodopseudomonas)和 三 离 藻 属(Tri-

chormus)仅在玉米农田土壤中检测到, 而在苜蓿地土

壤均未检测到。

2.4 土壤固氮微生物丰富类群和稀有类群分布特征

土壤微生物群落物种丰度作为度量标准仍存在

一些不足, 一些稀有物种也扮演着生态系统核心物

种的角色, 其可能会在生物地球化学循环过程中发

挥关键作用。为此, 本研究进一步分析了土壤固氮

微生物丰富类群、稀有类群和核心类群之间的关系。

玉米农田和苜蓿地土壤固氮微生物网络中共包括

520个节点(OTUs)、4170条边(图4A)。其中有24

个节点属于丰富类群, 93个节点属于稀有类群, 403

个节点属于过渡类群。丰富类群内部连接1条, 过

渡类群内部连接2187条, 稀有类群内部连接 358条。

丰富类群和稀有类群无连接, 而丰富类群、稀有类

群和过渡类群间均有连接, 共1624条, 这说明稀有类

群和丰富类群不易共存, 而过渡类群与丰富或稀有

群落之间的物质传递、信息交流则比较多。同时发

现, 有24个OTUs (4.4%)为核心类群, 其内部连接为

2条; 496个OTUs (95.6%)为非核心类群, 其内部连

接为4167条; 核心类群与非核心类群间仅有一条连

接(图4B)。在核心类群子网络共有24个节点(OTUs),

670 中国生态农业学 报 (中英文 )?2023 第 31 卷

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100A B

90

80

70

60

50

40

30

20

10

0

未分类 Unclassified

放线菌门 Actinobacteria

疣微菌门 Verrucomicrobia

厚壁菌门 Firmicutes

蓝藻门 Cyanobacteria

变形菌门 Proteobacteria

Farmland

处理 Treatment

L2019 L2012 L2003 Farmland L2019 L2012 L2003

相对丰度

Relative abundance (%)

未分类 Unclassified

红微菌属 Rhodomicrobium

慢生根瘤菌属 Bradyrhizobium

地杆菌属 Geobacter

三离藻属 Trichormus

红假单胞菌属 Rhodopseudomonas

中慢生根瘤菌属 Mesorhizobium

梭状杆菌属 Clostridium

弗兰克氏菌属 Frankia

伯克氏菌属 Burkholderia

固氮菌属 Azotobacter

类芽孢杆菌属 Paenibacillus

鱼腥藻属 Anabaena

中华根瘤菌属 Sinorhizobium

甲基杆菌属 Methylobacter

念珠藻属 Nostoc

固氮弧菌属 Azohydromonas

斯克尔曼氏菌属 Skermanella



图 3 不同处理土壤固氮微生物群落组成(门和属水平)

Fig. 3 Soil nitrogen-fixing microbial community composition at the phylum and genus levels under different treatments

“”表示处理间在P<0.05水平差异显著; Farmland、L2019、L2012和L2003 分别表示农田、苜蓿种植时间为2019年、2012年和2003年。In the fig-

ure, “” means significant difference at P<0.05 among treatments. Farmland, L2019, L2012, and L2003 denote farmland and Medicago sativa land planting in 2019,

2012, and 2003, respectively.



Abundant

1

1623

358 93

1 24 4167 496

2187 403

0 1

24

Intermediate

Core Others

Rare

Abundant

1

0

0 0 0 6

0 5

18

IntermediateRare

A B

C D

未分类 Unclassified

斯克尔曼氏菌属 Skermanella

甲基杆菌属 Methylobacter

固氮弧菌属 Azohydromonas

中华根瘤菌属 Sinorhizobium

鱼腥藻属 Anabaena

念珠藻属 Nostoc

图 4 土壤固氮微生物共生网络分析

Fig. 4 Symbiosis network analysis of nitrogen-fixing microorganisms

A: 丰富和稀有类群; B: 核心和非核心类群; C: 核心类群; D: 共现网络。图A、B和D中节点大小代表 OTUs 的度, 边的粗细为权重; 图C中节

点大小为OTUs的平均相对丰度。群落内部和外部边的连接数用黑色字体显示, 节点数根据不同分类显示; 图D中不同颜色的节点表示不同优势

属。图中蓝色连接线为正连接, 红色连接线为负连接。A: abundant and rare taxa; B: core and non-core taxa; C: core taxa; D: co-occurrence network. Node

size in figures A, B, and D represents the degree of OTUs, and edge thickness is weight; node size in Figure C is the average relative abundance of OTUs. The

number of connections between the inner and outer edges of the community is shown in black font, and the number of nodes is shown according to different

classifications; nodes with different colors in Figure D represent different dominant genera. The blue connection line in the figures is the positive connection,

and the red connection line is the negative connection.

第 5 期 王晓菲等 : 黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构和丰度特征 671

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发现其中18个节点为丰富类群, 6个节点为过渡类

群, 没有发现稀有类群, 且几乎所有的丰富类群及丰

富类群内部的连接都存在于这个核心网络中(图4C)。

丰富类群内部连接为9条, 丰富类群与过渡类群之

间的连线为5条。

进一步对土壤nifH固氮菌属(genus)水平着色

(图4D)发现, 生态网络共有59个节点, 涉及斯克尔

曼氏菌属(23.7%)、固氮弧菌属(1.7%)、 甲基杆菌

属(1.7%)、念珠藻属(1.7%)、鱼腥藻属(1.7%)、中

华根瘤菌属(1.7%)和未分类物种(67.8%), 其中斯克

尔曼氏菌属占据14个节点, 未分类物种占据40个节

点, 其余类群各占据1个节点。网络中52条边的连

接均为正连接, 表明固氮菌生态网络中均为正相互

作用。

2.5 土壤固氮微生物群落结构与理化因子的关系

RDA分析结果表明(图5), 第1轴(RDA1)和第

2轴(RDA2)分别解释了30.09%和27.32%的样本变

异, 累 积 解 释 变 异 量 为57.41%。 鱼 腥 藻 属(Ana-

baena)、类芽孢杆菌属(Paenibacillus)、中华根瘤菌

属(Sinorhizobium)与全磷、可溶性氮含量呈正相关

关系; 念珠藻属(Nostoc)、梭状杆菌属(Clostridium)、

三 离 藻 属 (Trichormus)、 红 假 单 胞 菌 属 (Rhodo-

pseudomonas)与硝态氮含量呈正相关关系; 甲基杆菌

属(Methylobacter)、红微菌属(Rhodomicrobium)、弗

兰克氏菌属(Frankia)、地杆菌属(Geobacter)与速效

钾、有机碳、容重、可溶性碳、全氮含量呈正相关

关系; 斯克尔曼氏菌属(Skermanella)、中慢生根瘤菌

属(Mesorhizobium)、 固 氮 弧 菌 属(Azohydromonas)、

伯克氏菌属(Burkholderia)、固氮菌属(Azotobacter)、

慢生根瘤菌属(Bradyrhizobium)与pH、铵态氮含量

呈正相关关系。由此可见, 固氮微生物不同种群对

环境因子的响应并不一致, 具有各自的生态位。进

一步通过Monte Carlo检验表明, 全磷(P=0.014)含量

是影响玉米农田及苜蓿地土壤固氮微生物群落结构

最主要环境因子, 其次为有机碳(P=0.036)和硝态氮

(P=0.020)。

3 讨论和结论



3.1 讨论

固氮菌是土壤微生物中具有特殊功能的类群,

可在固氮酶的作用下将大气中的分子态氮还原为可

被作物吸收和利用的化合态氮[5], 直接影响土壤固氮

效率和氮素循环的正常运转[28], 研究其功能基因 ?

nifH基因将有助于揭示其功能微生物在生物地球化

学循环中的作用。大量研究表明, 土壤有机碳[29]、氮[30]

和根系分泌物[31]是影响nifH 基因丰度的主要因素。

本研究发现, 不同种植年限苜蓿地土壤固氮菌nifH

基因丰度均显著高于农田, 因为生物固氮是一个极

耗能的过程, 是一个需要较多碳源的过程[32], 微生物

固氮所需能量主要来源于土壤有机碳, 每固定1分

子氮至少需要16个ATP[32]。可见, 土壤碳源有效性

及其组成是影响土壤微生物活性的关键, 充足的土

壤有效碳源可为生物固氮过程提供能源, 促进固氮

微生物固氮基因nifH表达[33]。本试验种植苜蓿提高

了土壤有机碳和可溶性碳含量也从侧面印证了这一

结论。Coelho等[34]研究认为, 土壤氮含量增加将导

致nifH基因丰度降低; 然而 Juraeva等[30]研究认为,

nifH 基因丰度随土壤氮含量增加而增加。苜蓿土壤



?1.0

?1.0

RDA2 (27.32%)

1.0

1.0 Farmland

L2019

L2012

L2003

RDA1 (30.09%)

图 5 土壤固氮微生物群落与土壤理化因子冗余分析

Fig. 5 Redundancy analysis of soil nitrogen-fixing microbial

community structure at the genus level and soil physi-

cochemical properties

AK、 SBD、 OC、 TN、 DOC、 NO3?-N、 NH4+-N、 DON、 TP、

pH分别表示土壤速效钾、容重、有机碳、全氮、可溶性碳、硝态氮、

铵态氮、可溶性氮、全磷和pH, Farmland、L2019、L2012和L2003分别表

示农田、苜蓿种植时间为2019年、2012年和2003年。Skermanella、

Azohydromonas、 Nostoc、 Methylobacter、 Sinorhizobium、 Anabaena、

Paenibacillus、 Azotobacter、 Burkholderia、 Frankia、 Clostridium、

Mesorhizobium、 Rhodopseudomonas、 Trichormus、 Geobacter、

Bradyrhizobium、Rhodomicrobium分别表示斯克尔曼氏菌属、固氮弧

菌属、念珠藻属、甲基杆菌属、中华根瘤菌属、鱼腥藻属、类芽孢

杆菌属、 固氮菌属、伯克氏菌属、弗兰克氏菌属、梭状杆菌属、中

慢生根瘤菌属、红假单胞菌属、三离藻属、地杆菌属、慢生根瘤菌

属和红微菌属。AK, SBD, OC, TN, DOC, NO3?-N, NH4+-N, DON, TP, pH

represent soil available potassium, bulk density, organic carbon, total nitro-

gen, soluble carbon, nitrate nitrogen, ammonium nitrogen, soluble nitrogen,

total phosphorus and pH, respectively. Farmland, L2019, L2012 and L2003 denote

farmland and Medicago sativa land planting in 2019, 2012, and 2003, re-

spectively.

672 中国生态农业学 报 (中英文 )?2023 第 31 卷

http://www.ecoagri.ac.cn

固氮细菌nifH基因丰度显著高于玉米农田, 也就意

味着苜蓿土壤比玉米农田土壤可以固定更多的氮,

本试验苜蓿地只在建植初期施肥, 之后生长期均未

施肥, 但其土壤全氮水平明显高于玉米农田土壤, 这

是苜蓿地土壤固氮能力增强的体现。值得注意的是,

本研究发现nifH基因丰度与硝态氮含量呈负相关,

这主要是因为土壤中高浓度的无机态氮素对固氮菌

生长反而具有抑制作用[35]。关于土壤磷素对土壤

nifH基因丰度影响研究相对罕见, 前人在林地土壤

的研究发现, 毛竹(Phyllostachys pubescens)林土壤全

磷和有效磷[36]含量低于阔叶林, 但其土壤固氮细菌

nifH基因丰度高于阔叶林, 这与本研究中土壤磷素

和nifH基因丰度呈负相关的结论基本一致, 可能与

低磷环境中植物产生的根系分泌物有关[37]。

无论农业、草地还是森林土壤, 变形菌门都是

土壤固氮菌群落的优势类群[38]。本研究中玉米农田

与苜蓿地土壤固氮微生物的群落组成亦均以变形菌

门为优势菌门, 且种植苜蓿提高了土壤变形菌门的

相对丰度, 因为变形菌门细胞壁较厚, 更能抵抗水分

胁迫, 在受到干旱胁迫后会明显富集, 抗旱能力极

强[39], 而紫花苜蓿根系发达, 在生长过程中蒸散强烈、

耗水量高[20], 苜蓿对土壤水分的消耗反而促进了土壤

变形菌门的富集。随着苜蓿种植年限的延长, 全磷

含量表现为先升高后降低的趋势, 与变形菌门相对

丰度的变化趋势一致, 进一步说明全磷含量是影响

变形菌门丰度变化的限制性因素, 这也与刘洋等[40]

对黄土高原土壤微生物的研究结果相吻合。本研究

同时发现, 种植苜蓿降低了蓝藻门相对丰度, 由于蓝

藻门适宜存活在水生环境或湿润环境中[10], 本研究农

田玉米种植采用全地膜覆盖双垄沟播种技术, 保墒

蓄墒、就地入渗, 良好的土壤环境有利于蓝藻门的

繁殖。另外, 本试验农田玉米地在播种时一次性施

入氮肥和磷肥, 而苜蓿地只在建植初期施肥, 生长后

期均未施肥, 而Li等[41]发现施用氮肥会提高蓝藻门

的丰度并降低变形菌门的丰度, 这与本研究的结论

基本一致。种植苜蓿显著降低了厚壁菌门的相对丰

度, 这归因于苜蓿地较高的土壤有机碳和较低的硝

态氮含量, 因为厚壁菌门与土壤有机碳呈负相关[42],

且硝态氮对厚壁菌门活性有调节作用[43]。

在属水平上, 斯克尔曼氏菌属为黄绵土区第一

大优势属。斯克尔曼氏菌属为革兰氏染色阴性菌,

隶属于变形杆菌门, 有鞭毛、好氧, 但目前发现的斯

克尔曼氏菌属没有固氮能力[44]。苜蓿地土壤类芽孢

杆菌属相对丰度显著低于玉米农田, 是因为该属目

前包括200多种兼性厌氧菌[45], 兼性固氮菌的生长更

多地依赖于来自土壤和肥料的资源, 苜蓿草地在整

个生长期未施肥, 不利于该菌属的生长[46]。此外, 类

芽孢杆菌在苜蓿土壤中丰度较低, 是由于种植作物

的差异, 不同作物的根系分泌物具有异质性, 直接或

间接影响了微生物的代谢活动和群落组成[47]。与玉

米农田相比, L2012和L2003苜蓿地土壤鱼腥藻属相对

丰度显著降低。鱼腥藻属是具有异形胞的固氮蓝藻,

氮 磷 比 的 变 化 会 影 响 藻 类 的 群 落 组 成 [48], L2012和

L2003苜蓿土壤全磷含量显著低于玉米农田, 全氮含量

显著高于玉米农田, 氮磷比相对较高, 表明鱼腥藻属

更适宜于存活在氮磷比低的环境中。此外, 本研究

还发现长期种植苜蓿后土壤促生了一些特有固氮微

生物群落, 同时也使得另外一些固氮菌群消亡, 比如

固氮菌属、伯克氏菌属、弗兰克氏菌属、中慢生根

瘤菌属、地杆菌属和慢生根瘤菌属仅能在苜蓿地土

壤检测到, 而在玉米农田并未检测到; 梭状杆菌属、

红假单胞菌属和三离藻属仅能在玉米农田土壤中检

测到, 而在苜蓿地土壤均未检测到。Fan等[46]研究发

现, 施肥会使氮固定的基本过程和一些重要的固氮

微生物受到抑制。比如地杆菌属隶属Delta-变形菌

纲, 常被归类为寡营养类群, 这类土壤微生物的生长

在施肥的农田土壤环境中受到抑制, 由于该类群具

有较低的下调固氮的能力, 因此在高氮条件下易被

其他类群打败, 但在低营养条件下却极具竞争力[46]。

慢生根瘤菌属为共生固氮菌, 苜蓿与根瘤菌的共生

固氮体系为该菌属创造了良好的生存环境。弗兰克

氏菌属是一类能与非豆科作物共生形成根瘤并实现

生物固氮的放线菌, 其独特的泡囊结构能与放线菌

结瘤植物进行共生固氮[49]。梭状杆菌属、红假单胞

菌属和三离藻属仅分布在玉米农田土壤, 很大程度

上是因为它们主要是通过施肥消耗土壤资源来支持

自身的营养生长, 而不是固氮, 玉米农田施氮缓解了

作物的氮限制, 提高了环境中氮的有效性, 这在很大

程度上降低了作物对固氮类微生物的依赖[50]。

一个生态系统或局域群落中的微生物多样性,

在多数情况下的丰度分布模式都是不均衡的, 常表

现为种类相对较少的高丰度优势类群与种类相对较

多的大量低丰度稀有类群共存[51]。丰富物种生长活

跃, 执行着大部分生态系统功能(包括呼吸、代谢潜

能、细胞产量); 相反, 稀有物种生长极慢, 影响相对

窄的功能测度(比如群落降解某些特定基质的能力)。

分子生态网络分析方法打破了在物种数量和多样性

上对微生物群落研究的局限, 能够直观地展现土壤

第 5 期 王晓菲等 : 黄土高原不同种植年限苜蓿土壤固氮微生物群落结构和丰度特征 673

http://www.ecoagri.ac.cn

微生物物种之间复杂的互作关系以及微生物对土壤

环境变化的响应, 从而揭示微生物的互作机制及影

响因素[52]。土壤微生物不同物种间存在复杂的相互

作用关系, 包括维持微生物群落稳定性的对抗关系

和互利关系。本研究土壤固氮微生物核心类群子网

络以丰富类群和过渡类群为主, 没有发现稀有物种

的存在, 说明处于核心生态地位的是丰富类群, 其在

土壤生态系统物质、能量和信息的交换过程中具有

更加关键的作用。生态网络中的正、负相关性可用

来推断微生物物种之间的互作关系, 其中正相关代

表物种之间生态位一致或者协同合作关系, 负相关

则代表竞争或捕食关系[53]。本研究中土壤固氮微生

物生态网络中均为正相关, 表明土壤环境中固氮菌

群落之间以协同合作关系占优势, 物种之间可以共

建生物膜或交换代谢产物, 土壤固氮微生物群落相

对稳定。

3.2 结论

半干旱黄绵土区种植苜蓿显著提高了土壤碳、

氮固持能力, 且随着种植年限的延长效果越好, 但同

时也使得土壤磷素亏缺。种植苜蓿显著提高了土壤

固氮微生物nifH基因丰度, 改变了土壤固氮微生物

nifH群落结构。土壤已注释出的固氮菌群落以变形

菌门和蓝藻门为优势门, 优势属为斯克尔曼氏菌属

和固氮弧菌属。固氮微生物不同种群对环境因子的

响应并不一致, 具有各自的生态位, 其群落结构的改

变与土壤全磷、有机碳和硝态氮的变化密切相关。

与农田相比, 长期种植苜蓿后土壤促生了固氮菌属、

伯克氏菌属、弗兰克氏菌属、中慢生根瘤菌属、地

杆菌属和慢生根瘤菌属等类群, 同时也使得一些固

氮菌群消亡, 比如梭状杆菌属、红假单胞菌属和三

离藻属。分子生态网络分析表明, 丰富类群而非稀

有类群占据生态系统核心地位, 且固氮微生物类群

间均为协同合作关系, 群落结构相对稳定, 对环境变

化有较强的适应能力。此外, 本研究中约有15%的

物种无法注释, 表明还有一些未知的固氮微生物资

源有待挖掘, 在今后的研究中有必要优化测序方法

和深度, 丰富高通量测序对比文库的基础数据, 提高

分类的准确度, 深入探索黄绵土区土壤固氮微生物

的群落特征、生态功能及物种间的互作关系。

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