miR

miR-125b通过下调MCL-1的表达提高肝癌肿瘤干细胞对多柔比星的敏感性

洪东承1， 张本宏1， 龚彬彬2

（1.杭州市拱墅区中西医结合医院检验科，浙江 杭州 310010；2.温州医科大学附属第二医院检验科，浙江 温州 325000）

摘要：目的 探讨微小RNA-125b（miR-125b）是否能增强多柔比星对肝癌HepG2细胞系肿瘤干细胞（简称HepG2肿瘤干细胞）的杀伤活性并研究其机制。方法 将HepG2细胞用miR-125b、多柔比星及髓细胞白血病-1（MCL-1）质粒作不同处理。采用流式细胞术检测HepG2肿瘤干细胞比例，采用噻唑蓝（MTT）法检测细胞活力，采用Annexin V染色法检测细胞凋亡率，采用JC-1染色法测定细胞线粒体膜电位，采用免疫印迹法检测目标蛋白[MCL-1、半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-9（caspase-9）、半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-3（caspase-3）]的表达。结果 多柔比星单独使用能提高HepG2细胞系中肿瘤干细胞的比例，联用miR-125b后HepG2肿瘤干细胞的比例显著下降。MTT法和流式细胞术结果表明miR-125b可显著增强多柔比星对HepG2肿瘤干细胞的杀伤活性和凋亡诱导活性。JC-1染色实验结果表明miR-125b可显著增强多柔比星对HepG2肿瘤干细胞线粒体的损伤。免疫印迹法结果表明miR-125b可显著增强多柔比星依赖的caspase-9和caspase-3的活化。MCL-1质粒能明显抑制miR-125b对多柔比星的协同作用，降低二者联合作用对HepG2肿瘤干细胞活力的抑制和凋亡的诱导。结论　miR-125b通过下调MCL-1的表达能提高HepG2肿瘤干细胞对多柔比星的敏感性。

关键词：微小RNA-125b；多柔比星；肝癌；肿瘤干细胞；髓细胞白血病基因1；细胞凋亡

肿瘤组织细胞中存在一群具有高度致瘤性的细胞，称为肿瘤干细胞。肿瘤干细胞具有干细胞样的特征，能快速地进行自我更新，导致肿瘤的术后复发，而且肿瘤干细胞对化疗有较强的抵抗性[1-2]。肝癌是世界上危害人类健康的常见肿瘤之一，其预后差，生存时间较短，死亡率居所有恶性肿瘤的第3位[3]。对于不能进行手术的患者，化疗是肝癌重要的治疗手段，因此提高肿瘤细胞尤其是肿瘤干细胞对化疗药物的敏感性有十分重要的意义。

微小RNA-125b（microRNA-125b，miR-125b）在多种肿瘤中发挥抗肿瘤作用。ZHAO等[4]发现miR-125b在膀胱癌细胞中表达降低，同时过表达的miR-125b能抑制膀胱癌细胞的增殖、转移，影响其细胞周期。在卵巢癌细胞中，miR-125b能通过下调EIF4EBP1基因的表达，抑制肿瘤细胞的侵袭和转移能力[5]。目前，其对肿瘤干细胞的生物作用至今仍很少报道。多柔比星是一种蒽环类抗肿瘤药物，目前已广泛用于肝癌的治疗[6]。虽然多柔比星有十分良好的抗肿瘤活性，但是高剂量的多柔比星也能引起严重的心脏毒性反应，而且肿瘤细胞对其产生的药物抵抗也大大限制了多柔比星的临床应用[7]，提高肿瘤细胞对多柔比星的敏感性已经成为肿瘤治疗的重要策略。为此，我们探讨了miR-125b是否能增强多柔比星对肝癌中肿瘤干细胞的杀伤活性，并研究其相关机制。

材料和方法

一、试剂与仪器

噻唑蓝[3-（4，5-dimethylthiazol-2-yl）-2，5-diphenyltetrazolium bromide，MTT]、多柔比星、Annexin V/碘化丙啶（propidium iodide，PI）凋亡检测试剂盒购自美国Sigma-Aldrich公司。细胞蛋白提取液、髓细胞白血病-1（myeloid cell leukemia-1，MCL-1）抗体、活化型半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-9（cysteine aspartic acid specific protease-9，caspase-9）抗体、活化型半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-3（cysteine aspartic acid specific protease-3，caspase-3）抗体和β-actin抗体购自美国Cell Signaling公司。 JC-1染料购于江苏碧云天生物科技有限公司。CD133-异硫氰酸荧光素（fluorescein isothiocyanate，FITC）抗体购自美国BD公司。miR-125b模拟物、阴性对照寡核苷酸（miR-NC）购自上海吉玛生物公司。pcDNA3.1质粒、脂质体2000购自美国Invitrogen公司。增强型化学发光底物（enhanced chemiluminescence，ECL）试剂盒购于美国Pierce公司。检测仪器为BECKMANCOULTER Cytomics FC500流式细胞仪（美国Beckman-Coulter公司）。

二、细胞培养

人肝癌HepG2细胞系购自中国科学院上海细胞所。采用流式细胞术对肝癌HepG2细胞系肿瘤干细胞（简称HepG2肿瘤干细胞）进行分选，CD133阳性的HepG2细胞即为肿瘤干细胞[8]。分选后的细胞在含10%胎牛血清的DMEM培养基中进行传代培养，每2～3天传代1次，置5% CO2、37 ℃恒温培养箱中培养。

三、质粒构建和转染

将MCL-1基因cDNA全长序列（Gene ID：NM_001197320）以分子克隆的方法与pcDNA3.1连接后构建成MCL-1重组真核表达质粒[9]。MCL-1质粒及miR-125b的转染使用脂质体2000，按试剂说明书进行操作，将2 μg/mL MCL-1质粒和50 pmol/mL miR-125b转染入HepG2肿瘤干细胞中[6]。

四、HepG2肿瘤干细胞比例测定

预试验发现1 μg/mL多柔比星仅能轻微抑制HepG2肿瘤干细胞的活力，故选择1 μg/mL作为多柔比星的实验浓度。将HepG2细胞按2×106/孔接种在6孔板上，分为对照组（HepG2细胞转染miR-NC，培养48 h[4]）、miR-125b组（HepG2细胞转染50 pmol/mL miR-125b，培养48 h）、多柔比星组（在HepG2细胞中加入1 μg/mL多柔比星，培养48 h）、多柔比星+miR-125b组（在HepG2细胞中转染50 pmol/mL miR-125b后再加入1 μg/mL多柔比星，培养48 h）。各组处理完毕后加入CD133抗体，在暗处孵育20 min，然后采用流式细胞术进行分析，计算CD133阳性的HepG2细胞（即肿瘤干细胞）占总HepG2细胞的比例。

五、miR-125b靶基因预测

生物信息学（http：//www.targetscan.org/）比对结果表明MCL-1 mRNA 3' 非翻译区（untranslated region，UTR）的第2613～2620位碱基序列（UCUCAGGGA）与miR-125b互补结合，提示MCL-1可能是miR-125b的靶点。

六、细胞活力检测实验

将HepG2肿瘤干细胞按5×103/孔接种在96孔板上，分为对照组（HepG2肿瘤干细胞转染miRNC，培养48 h）、miR-125b组（HepG2肿瘤干细胞转染50 pmol/mL miR-125b，培养48 h）、多柔比星组（在HepG2肿瘤干细胞中加入1 μg/mL多柔比星，培养48 h）、多柔比星+miR-125b组（在HepG2肿瘤干细胞中转染50 pmol/mL miR-125b后加入1 μg/mL多柔比星，培养48 h）和多柔比星+miR-125b+MCL-1质粒组（在HepG2肿瘤干细胞中转染50 pmol/mL miR-125b和2 μg/mL MCL-1质粒后再加入1 μg/mL多柔比星，培养48 h）。各组处理完毕以后，在培养体系中加入5 g/L MTT 20 μL再培养4 h，弃去上清，往孔中加入150 μL二甲亚砜，在570 nm波长下用酶标仪检测吸光度（A）值，细胞活力抑制率计算公式：抑制率=（A对照组-A治疗组）/A对照组×100%。

七、细胞凋亡实验

HepG2肿瘤干细胞分组及处理同“细胞活力检测实验”。各组处理完毕后按照凋亡试剂盒说明书，将PI和Annexin V加入细胞中孵育20 min，采用流式细胞术检测肿瘤细胞凋亡，凋亡率用Annexin V阳性细胞数占总细胞数的百分比表示。

八、免疫印迹法检测目标蛋白的表达

HepG2肿瘤干细胞分组及处理同“细胞活力检测实验”。各组处理完毕后将细胞用生理盐水洗涤2遍，提取总蛋白。将蛋白提取液用12.5%十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶进行电泳分离。分离完毕后通过电转方法将蛋白质从分离胶转到聚偏二氟乙烯膜上，用MCL-1抗体、活化型caspase-9抗体、活化型caspase-3抗体或β-actin抗体孵育过夜，之后再用带辣根过氧化物酶的二抗孵育2 h，蛋白条带用ECL试剂盒显色发光。蛋白灰度值分析用Image J软件处理。目标蛋白的相对表达水平用蛋白灰度值与β-actin灰度值的比值表示。

九、线粒体膜电位测定

采用JC-1染色法测定HepG2肿瘤干细胞线粒体膜电位[10]。HepG2肿瘤干细胞分组及处理同“细胞活力检测实验”。各组处理完毕后将细胞用生理盐水洗涤2遍，加入JC-1染料在暗处孵育20 min，再用生理盐水洗涤2遍，采用流式细胞术检测JC-1的荧光强度。miR-125b组、多柔比星组、多柔比星+miR-125b组的相对线粒体膜电位为各组JC-1荧光强度与对照组荧光强度的比值。

十、统计学方法

采用SPSS 12.0软件进行统计分析。所有实验均重复3次，数据采用x± s表示，组间比较采用t检验。以P＜0.05为差异有统计学意义。

结　果

一、miR-125b对多柔比星杀伤HepG2肿瘤干细胞的影响

多柔比星单独治疗会提高HepG2细胞系中肿瘤干细胞种群比例，联用miR-125b后，HepG2肿瘤干细胞的比例明显下降，见图1。经过CD133抗体分选后，收集HepG2肿瘤干细胞进行培养，分选效率见图2。

图1　miR-125b和多柔比星处理对肝癌HepG2细胞系中肿瘤干细胞种群比例的影响

注：（a）对照组，HepG2肿瘤干细胞比例为6.5%；（b）miR-125b组，HepG2肿瘤干细胞比例为6.1%；（c）多柔比星组，HepG2肿瘤干细胞比例为14.7%；（d）多柔比星+miR-125b组，HepG2肿瘤干细胞比例为7.9%

图2　HepG2肿瘤干细胞的分选效率

注：（a）HepG2非肿瘤干细胞组，分选后HepG2肿瘤干细胞比例为1.9%；（b）HepG2肿瘤干细胞组，分选后HepG2肿瘤干细胞比例为98.1%

细胞活力实验结果显示多柔比星组、miR-125b组和多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞活力抑制率分别为13.7%±1.1%、6.2%±0.7%、66.1%±4.4%，均明显高于对照组（0.0%，P＜0.05），且多柔比星+miR-125b组明显高于多柔比星组（P＜0.05），见图3。细胞凋亡实验结果显示多柔比星组、miR-125b组和多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞凋亡率分别为8.9%、4.0%、38.4%，均明显高于对照组（2.3%，P＜0.05），且多柔比星+miR-125b组明显高于多柔比星组（P＜0.05），见图4。由此可见，联用miR-125b后能明显增强多柔比星对HepG2肿瘤干细胞的杀伤活性。

图3　各组HepG2肿瘤干细胞细胞活力抑制率的比较

注：与对照组比较，*P＜0.05；与多柔比星组比较，#P＜0.05

图4　各组HepG2肿瘤干细胞凋亡实验结果

注：对照组、多柔比星组、miR-125b组和多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞的凋亡率分别为2.3%、8.9%、4.0%、38.4%

二、各组HepG2肿瘤干细胞线粒体膜电位测定

多柔比星组、多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞线粒体膜电位均明显低于对照组和miR-125b组（P＜0.05），且多柔比星+miR-125b组明显低于多柔比星组（P＜0.05），而对照组和miR-125b组差异无统计学意义（P＞0.05）。见表1。因此，miR-125b能明显增强多柔比星对HepG2肿瘤干细胞线粒体膜电位的损伤。

多柔比星组、多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞活化caspase-9和活化caspase-3的表达水平均明显低于对照组和miR-125b组（P＜0.05），且多柔比星+miR-125b组明显低于多柔比星组（P＜0.05），而对照组和miR-125b组差异无统计学意义（P＞0.05）。见表1、图5。由此可见，miR-125b能明显增强多柔比星对HepG2肿瘤干细胞caspases-3、caspases-9的活化。

表1　各组HepG2肿瘤干细胞线粒体膜电位caspase-9、caspase-3相对表达水平的比较　（±s）

注：与对照组比较，*P＜0.05；与miR-125b组比较，#P＜0.05；与多柔比星组比较，△P＜0.05

组别相对线粒体膜电位caspase-9caspase-3对照组1.00±0.050.01±0.010.01±0.01多柔比星组0.82±0.04*#0.13±0.02*#0.15±0.02*#miR-125b组0.94±0.050.01±0.010.01±0.01多柔比星+ miR-125b组0.34±0.02*#△0.55±0.04*#△0.61±0.05*#△

图5　各组HepG2肿瘤干细胞活化caspase-9和caspase-3的表达水平

三、各组HepG2肿瘤干细胞MCL-1的表达

免疫印迹法结果显示，miR-125b组、多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞MCL-1的表达水平均明显低于对照组和多柔比星组（P＜0.05），见表3、图6。由此可见，miR-125b能显著下调HepG2肿瘤干细胞中抗凋亡蛋白MCL-1的表达水平，而多柔比星对MCL-1的表达无影响。多柔比星+miR-125b+MCL-1组HepG2肿瘤干细胞MCL-1的表达水平明显高于miR-125b组、多柔比星+miR-125b组（P＜0.05），表明转染MCL-1质粒能明显减弱miR-125b对MCL-1表达的抑制作用。见表3、图6。

表3　各组HepG2肿瘤干细胞MCL-1相对表达水平及活力抑制率的比较　（±s）

注：与对照组比较，*P＜0.05；与多柔比星组比较，#P＜0.05；与miR-125b组比较，△P＜0.05；与多柔比星+miR-125b组比较，▲P＜0.05

细胞活力抑制率（%）对照组0.83±0.050多柔比星组0.85±0.0613.5±0.8*miR-125b组0.24±0.02*#6.3±0.3*#多柔比星+miR-125b组0.23±0.02*#67.5±3.7*#组别MCL-1相对表达水平多柔比星+miR-125b+ MCL-1质粒组0.91±0.06△▲19.3±1.0*#△▲

图6　各组HepG2肿瘤干细胞中MCL-1的表达

对照组、miR-125b组、多柔比星组、多柔比星+miR-125b+MCL-1质粒组、多柔比星+miR-125b组HepG2肿瘤干细胞活力抑制率依次增高，各组间差异均有统计学意义（P＜0.05），见表3。表明MCL-1质粒能明显抑制miR-125b联合多柔比星对HepG2肿瘤干细胞的杀伤活性。

讨　论

本研究结果显示，miR-125b能明显提高HepG2肿瘤干细胞对多柔比星的敏感性，表明miR-125b在肝癌中起肿瘤抑制作用，体外实验也证实了miR-125b能作为分子靶点提高多柔比星对肿瘤干细胞的疗效。

近期的研究发现，肿瘤干细胞对化疗药物的抵抗性是引起肿瘤化疗失败的重要因素，肿瘤干细胞的存活性往往导致了肿瘤的复发[11-12]。本研究结果显示，当用多柔比星单独处理HepG2细胞系时，HepG2细胞系中CD133阳性的肿瘤干细胞比例明显提高，这可能是因为肿瘤干细胞对多柔比星的敏感性明显低于非肿瘤干细胞，致使HepG2肿瘤干细胞在多柔比星的杀伤下存活下来，从而导致其比例升高；当用miR-125b进行联合作用后，由于HepG2肿瘤干细胞在miR-125b的作用下对多柔比星的敏感性明显提高，因此其比例明显下降。由此表明miR-125b表达失调是诱发肿瘤干细胞化疗抵抗的重要原因。

MCL-1是定位于线粒体外膜上的Bcl-2家族的抗凋亡蛋白成员，能通过与一些促凋亡蛋白形成异二聚体，使之失活，从而稳定线粒体外膜，抑制线粒体中促凋亡物质的释放，发挥抗凋亡作用[13-14]。研究发现MCL-1在多种肿瘤细胞中均高表达，且MCL-1的表达程度与肿瘤细胞对化疗药物的敏感性呈负相关[15-16]。有研究表明MCL-1的表达受miR-125b调节，miR-125b/MCL-1轴调控肿瘤细胞的凋亡过程[17-18]。本研究同样发现miR-125b在HepG2肿瘤干细胞中的直接靶点是MCL-1蛋白。miR-125b能显著降低HepG2肿瘤干细胞中MCL-1的表达水平。虽然miR-125b具有多个靶基因，如Sirtuin7、EIF4EBP1等[10，19]，但本研究结果显示，当在HepG2肿瘤干细胞中转染MCL-1质粒，增加其表达水平，对抗miR-125b对MCL-1的抑制作用后，miR-125b联合多柔比星对肿瘤干细胞线粒体的损伤作用受到明显抑制，同时caspase-9和caspase-3的活化也受到抑制，表明miR-125b是通过抑制MCL-1的表达发挥对多柔比星的协同作用。

综上所述，本研究证实了miR-125b能显著提高HepG2肿瘤干细胞对多柔比星的敏感性。相关机制研究显示miR-125b通过下调MCL-1的表达，促进多柔比星对肿瘤干细胞线粒体的损伤作用，进而诱导半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶的活化和细胞凋亡的发生。这为如何提高多柔比星的治疗效果提供了新的思路和理论依据。

参考文献

[1]REYA T，MORRISON SJ，CLAREE MF，et al. Stem cells，cancer，and cancer stem cells[J]. Nature，2001，414（6859）：105-111.

[2]CHUTHAPISITH S，EREMIN J，EL-SHEEMEY M，et al. Breast cancer chemoresistance：emerging importance of cancer stem cells[J]. Surg Oncol，2010，19（1）：27-32.

[3]SIEGEL R，NAISHADHAM D，JEMAL A. Cancer statistics，2013[J]. CA Cancer J Clin，2013，63（1）：11-30.

[4]ZHAO X，HE W，LI J，et al. MiRNA-125b inhibits proliferation and migration by targeting SphK1 in bladder cancer[J]. Am J Transl Res，2015，7（11）：2346-2354.

[5]LEE M，KIM EJ，JEON MJ. MicroRNAs 125a and 125b inhibit ovarian cancer cells through post-transcriptional inactivation of EIF4EBP1[J]. Oncotarget，2016，7（8）：8726-8742.

[6]HE H，TIAN W，CHEN H，et al. MicroRNA-101 sensitizes hepatocellular carcinoma cells to doxorubicin-induced apoptosis via targeting Mcl-1[J]. Mol Med Rep，2016，13（2）：1923-1929.

[7]SHUHENDLER AJ，PRASAD P，ZHANG RX，et al. Synergistic nanoparticulate drug combination overcomes multidrug resistance，increases efficacy，and reduces cardiotoxicity in a nonimmunocompromised breast tumor model[J]. Mol Pharm，2014，11（8）：2659-2674.

[8]KWON T，BAK Y，PARK YH，et al. PeroxiredoxinⅡ is essential for maintaining stemness by redox regulation in liver cancer cells[J]. Stem Cells，2016，34（5）：1188-1197.

[9]SUN JG，XIANG J，ZENG XL，et al. Clitocine induces apoptosis and enhances the lethality of ABT-737 in human colon cancer cells by disrupting the interaction of Mcl-1 and Bak[J]. Cancer Lett，2014，355（2）：253-263.

[10]PRATHAPAN A，VINEETHA VP，RAGHU KG. Protective effect of Boerhaavia diffusa L. against mitochondrial dysfunction in angiotensin Ⅱ induced hypertrophy in H9c2 cardiomyoblast cells[J]. PLoS One，2014，9（4）：e96220.

[11]ZHANG HL，WANG P，LU MZ，et al. c-Myc regulation of ATP-binding cassette transporter reverses chemoresistance in CD133（+） colon cancer stem cells[J]. Sheng Li Xue Bao，2016，68（2）：171-178.

[12]MOHAMMED MK，SHAO C，WANG J，et al. Wnt/β-catenin signaling plays an ever-expanding role in stem cell self-renewal，tumorigenesis and cancer chemoresistance[J]. Genes Dis，2016，3（1）：11-40.

[13]RAHMANI M，AUST MM，BENSON EC，et al. PI3K/mTOR inhibition markedly potentiates HDAC inhibitor activity in NHL cells through BIM- and MCL-1-dependent mechanisms in vitro and in vivo[J]. Clin Cancer Res，2014，20（18）：4849-4860.

[14]BEEKMAN AM，HOWELL LA. Small-molecule and peptide inhibitors of the pro-survival protein Mcl-1[J]. ChemMedChem，2016，11（8）：802-813.

[15]PEI XY，DAI Y，FELTHOUSEN J，et al. Circumvention of Mcl-1-dependent drug resistance by simultaneous Chk1 and MEK1/2 inhibition in human multiple myeloma cells[J]. PLoS One，2014，9（3）：e89064.

[16]WILLIAMS MM，COOK RS. Bcl-2 family proteins in breast development and cancer：could Mcl-1 targeting overcome therapeutic resistance?[J]. Oncotarget，2015，6（6）：3519-3530.

[17]JIA HY，WANG YX，YAN WT，et al. MicroRNA-125b functions as a tumor suppressor in hepatocellular carcinoma cells[J]. Int J Mol Sci，2012，13（7）：8762-8774.

[18]XIE X，HU Y，XU L，et al. The role of miR-125bmitochondria-caspase-3 pathway in doxorubicin resistance and therapy in human breast cancer[J]. Tumour Biol，2015，36（9）：7185-7194.

[19]ZHAO L，WANG W. miR-125b suppresses the proliferation of hepatocellular carcinoma cells by targeting Sirtuin7[J]. Int J Clin Exp Med，2015，8（10）：18469-18475.

（本文编辑：龚晓霖）

MiR-125b increasing the susceptibility of hepatic cancer stem cells to doxorubicin through down-regulating the expression of MCL-1

HONG Dongcheng1，ZHANG Benhong1，GONG Binbin2.
（1. Department of Clinical Laboratory，Integrated Chinese and Western Medicine Hospital of Gongshu District，Hangzhou 310010，Zhejiang，China；2. Department of Clinical Laboratory，the Second Affiliated Hospital of Wenzhou Medical University，Wenzhou 325000，Zhejiang，China）

Abstract：Objective To investigate the role of microRNA-125b（miR-125b）increasing the killing activity of doxorubicin to hepatic cancer HepG2 stem cells and its mechanism. Methods HepG2 cells treated with miR-125b，doxorubicin and myeloid cell leukemia-1（MCL-1）plasmid. Flow cytometry was used to determine the proportions of HepG2 cells，3-（4，5-dimethylthiazol-2-yl）-2，5-diphenyltetrazolium bromide（MTT） method was used to determine cell vitalities，and cell apoptosis rate was determined by Annexin V staining method. Cell mitochondrial membrane potential was determined by JC-1 dyeing method，and western blotting was used to determine the target protein [MCL-1，cysteine aspartic acid specific protease-9（caspase-9） and cysteine aspartic acid specific protease-3（caspase-3）]. Results Single treatment of doxorubicin increased the proportion of HepG2 cells，however，the combined treatment with doxorubicin and miR-125b decreased it. The results of MTT method and flow cytometry showed that miR-125b could enrich the killing activity and cell apoptosis of doxorubicin to HepG2 cells. The results of JC-1 dyeing method showed that miR-125b enhanced the damage of mitochondria induced by doxorubicin. The results of western blotting indicated that miR-125b increased the activation of caspase-9 and caspase-3 in doxorubicin-treated HepG2 cells. MCL-1 plasmid impaired the synergistic effect of miR-125b on doxorubicin-induced cell death and apoptosis in HepG2 cells. Conclusions miR-125b increased the susceptibility of HepG2 cells to doxorubicin through down-regulating the expression of MCL-1.

Key words：MicroRNA-125b；Doxorubicin；Hepatic cancer；Cancer stem cells；Myeloid cell leukemia-1；Cell apoptosis

文章编号：1673-8640（2016）011-0981-06

中图分类号：R446.1

文献标志码：A　

DOI：10.3969/j.issn.1673-8640.2016.011.013

作者简介：洪东承，男，1984年生，主管技师，主要从事临床免疫学及生物化学检验工作。

收稿日期：（2016-08-03）