IrvineNIST 7月27日，《Nature Genetics》期刊最新发表了这篇题为“CRISPR–Cas9 genome editing in human cells occurs via the Fanconi anemia pathway”文章。来自于加州大学伯克利分校的科学家们发现，一条罕见的DNA修复途径——范可尼贫血通路（Fanconi anemia pathway）在修复由“魔剪”CRISPR-Cas9编辑造成的双链DNA断裂过程中发挥着关键作用。而且，范可尼贫血通路类似于“交通警察”，引导简单的末端连接或者新的单链DNA伤口修补。 这项发现揭示了为什么CRISPR-Cas9技术几乎在所有尝试过的细胞中都非常有效（虽然并不是所有细胞都获得相同水平的成功），有助于帮助科研人员提高在基因组中插入新DNA（例如用正确的DNA序列替换有害的突变）的效率，并确保CRISPR编辑获得预期的结果。 “基因编辑潜力很大，但是当前面临很多风险和错误。”文章作者、加州大学伯克利分校分子和细胞生物学教授Jacob Corn强调，“它在人类细胞中的工作方式一直是一个有着很多假设的‘黑匣子’。现在，我们的工作是开始解开这一谜团。”
CRISPR依赖于DNA修复 CRISPR-Cas9是一项革命性技术，能够从数十亿基因组中精确地提取出特定的DNA。编辑工作之后，就是细胞的自我修复了。通常，DNA修复可通过两种方式进行： 1） 非同源性末端连接（non-homologous end-joining），通过特定的酶将切开的末端缝合在一起，这一方式通常会导致一个或多个碱基被添加或删除，从而容易破坏基因功能，起到“基因敲除”的效果。这是CRISPR切割后最常见的结果； 2） 同源介导修复（homology-directed repair），利用单链DNA模板，引入新的序列，对基因进行编辑。这一方式在某些类型的细胞中发生的频率比其他类型的细胞要高，并且需要一段可以用来修补切口的DNA片段。研究人员经常提供单链DNA片段，并且希望细胞用它来替换有缺陷的序列。 然而，这两个过程有点神秘，没有人知道为什么一些细胞更容易插入DNA，而另一些细胞却很少这么做。 “将CRISPR-Cas9应用于医学或合成生物学应用的热情是巨大的，但没有人真正知道它植入细胞后会发生什么。”文章一作、加州大学伯克利分校博士后Chris Richardson表示，“它会产生DNA断裂，然后需要细胞启动修复机制。但是我们并不了解这背后的细节。” 解开谜团 为了找出哪些DNA修复酶才是CRISPR剪切之后同源定向修复的关键，Richardson和Corn采用CRISPR干扰（CRISPR interference，CRISPRi）技术在同一时间敲除超2000个已知或者潜在的与DNA修复有关的基因。 令人惊讶的是，许多被证明很重要的基因（一旦沉默，同源定向修复会急剧下降）似乎与CRISPR没有关系。而且，他们发现了一条罕见的基因修复通路，即范可尼贫血通路，证实其在CRISPR编辑中发挥重要作用。 范可尼贫血是一种罕见且严重的遗传性疾病——源于不能产生足够多的新鲜血细胞，临床表现为多样化先天畸形、进行性骨髓衰竭、色素沉着症、恶性血液系统肿瘤及实体瘤倾向。很少有病人活到30岁以上。 科学家们对这一病理研究已超10年，发现范可尼贫血通路涉及21种不同的蛋白质，一旦任意一个蛋白受损，人们就会患上范可尼贫血。此外，该通路更倾向于修复一个特定类型的DNA损伤——DNA链间交联（DNA interstrand crosslinks），可轻易阻断DNA复制、转录和重组，属于毒性最强的一种DNA损伤，可以轻易杀死复制中的细胞。 20世纪80年代，研究人员曾发现，同源介导修复与范可尼贫血通路之间存在关联，但是这一线索一直被忽略。 “根据我们的研究，我们认为，范可尼贫血通路在修复其他类型的病变中同样发挥着重要的作用，但是最精彩的是修复双链断裂。” Richardson表示，“在Cas9编辑之后，范可尼贫血通路可以插入新的DNA。” 颠覆旧识 这一发现引发了新的质疑：如果范可尼贫血通路未曾激活，细胞可能无法在基因编辑之后用正常基因替换突变的基因。事实上，范可尼贫血通路的活性水平可能会影响CRISPR精确在特定细胞中插入DNA的效率。 研究人员得出结论：虽然非同源性末端连接是双链断裂后的默认修复机制，但是范可尼贫血通路会与之竞争，活性越高会导致更多的同源介导修复、更少的端连接。 研究意义 这些发现不仅有助于科学家们更好地了解细胞的DNA修复机制，还可以帮助他们开发针对癌细胞DNA修复的抗癌疗法。 Richardson发现，关联范可尼贫血通路的21种蛋白质中的FANCD2蛋白总是位于CRISPR-Cas9创建的双链断裂的位置。这意味着，FANCD2在调控新DNA插入基因组剪切位点中发挥着重要作用。科学家们推测，FANCD2可以被微调，从而提高细胞通过同源定向修复插入DNA的频率。 “此外，考虑到FANCD2位于Cas9剪切的位置，我们或许可以利用FANCD2来绘制Cas9在任何细胞类型中切割的位置。” Richardson设想道。 科学家们可以对参与这一通路的蛋白质进行“人为调整”，优先引导DNA置换结果，这对于基因治疗遗传疾病很重要。 “如果你想要治疗镰状细胞贫血，成功率与你使用正确的基因替换缺陷基因的效率密不可分。”Richardson解释说，“如果你从病人身上采集一百万个细胞，最终获得10%的插入率，自然没有30-40%那么好。” 责编：风铃 参考资料： DNA repair after CRISPR cutting not at all what people thought
本网站所有注明“来源：生物探索”的文字、图片和音视频资料，版权均属于生物探索所有，其他平台转载需得到授权。本网所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(editor@)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。
参考文献
我要补充文献
 CRISPR–Cas9 genome editing in human cells occurs via the Fanconi anemia pathwayCRISPR–Cas genome editing creates targeted DNA double-strand breaks (DSBs) that are processed by cellular repair pathways, including the incorporation of exogenous DNA via single-strand template repair (SSTR). To determine the genetic basis of SSTR in human cells, we developed a coupled inhibition-cutting system capable of interrogating multiple editing outcomes in the context of thousands of individual gene knockdowns. We found that human Cas9-induced SSTR requires the Fanconi anemia (FA) pathway, which is normally implicated in interstrand cross-link repair. The FA pathway does not directly impact error-prone, non-homologous end joining, but instead diverts repair toward SSTR. Furthermore, FANCD2 protein localizes to Cas9-induced DSBs, indicating a direct role in regulating genome editing. Since FA is itself a genetic disease, these data imply that patient genotype and/or transcriptome may impact the effectiveness of gene editing treatments and that treatments biased toward FA repair pathways could have therapeutic value. |
|
|
