病毒载体是基因工程研究中的一柄利器。运用它,我们可以高效地让目标基因过表达或者被特异性地敲低。科研中用到的病毒主要有慢病毒、腺病毒、腺相关病毒。根据各种病毒不同的特性,不同的课题需要包装不同的病毒。比如,腺相关病毒更适合进行动物体上的研究。腺病毒具有包装容量大、适合瞬时表达的研究等。 各类病毒类载体中,生物基因科研中使用得最多的是慢病毒载体。慢病毒具有可插入外源基因容量大、目的基因整合靶细胞基因组稳定表达、可同时感染分裂期和非分裂期的细胞、侵染效率高的特点,已经广泛应用于基础科研、临床研究中,比如抗体、CAR-T的制备。 首先,要做预实验! 文献报道或他人经验中的MOI值(multiplicityof infection,即感染复数,含义是感染时病毒与细胞数量的比值)只可作为参考,其受大量不确定因素的影响,如特定病毒对细胞的亲噬性、不同滴度测定方法的误差、过程损耗、细胞状态、传代次数、细胞密度、实验操作等。实际情况在各个实验室也会存在一定差异。预实验的目的是找出能够达到最高感染效率、同时细胞状态不会受到明显影响的一个恰当的病毒用量。 预实验方案! 设置不同MOI值的感染组。举个例子:可设立5、10、20、50的MOI值梯度,各两孔,其中一孔加入终浓度为5 ug/ml的polybrene(聚凝胺,用于提高病毒感染细胞的效率)。如果只需通过荧光显微镜观察,则使用96孔板(细胞量参考文末的列表)即可。如需做Real-time PCR或流式检测则至少使用24孔板。在24 h换液,在72 h左右检测感染效率及表达水平。 如果有文献报道的MOI值(参考文末的列表),可使用该值的0.5x、1x、2x、4x进行测试。如使用较难感染的细胞(如悬浮细胞、某些原代细胞等)进行实验,建议设置易感染细胞组如293T作为对照。 以24孔板为例~ 第一天,铺板靶细胞。在24孔板中接种目的细胞约5x104/孔,每孔完全培养基0.5 ml。靶细胞的状态对于感染及表达非常重要。 第二天,取出病毒置于4℃冰箱或冰袋上融化,如需稀释毒液可以用完全培养基进行稀释。观察靶细胞,进行病毒感染时细胞应状态良好,汇合度在50-60%左右。 第三天,给侵染病毒的靶细胞换液,放入培养箱培养48h。 第五天,按照正常培养基条件继续培养48 h后可检测感染效率。在倒置荧光显微镜观察细胞的荧光表达情况,估计慢病毒感染目的细胞的效率。如未携带荧光标记元件的,可以通过Real-time PCR检测目的基因表达。慢病毒表达产物在侵染后的72-96 h左右达到高峰,如细胞生长代谢缓慢需适当延长时间,生长旺盛的细胞在48 h即可观察基因表达。 正式实验! 根据预实验结果,按滴度计算毒液所需的用量。如原始滴度为1x108TU /ml,每孔计划使用病毒用量为0.5x106 TU,则需要使用原液5 ul。将所需用量的毒液加入完全培养基(500ul)、混匀。移除孔板中的上清,加入混合病毒液。放于二氧化碳培养箱(37℃、5%CO2)孵育培养。如靶细胞状态良好可在12-24h更换培养基,病毒孵育时间不短于48 h。需要使用polybrene时,在孵育培养基中先于病毒液加入,且终浓度5 μg/ml。 收尾! 上述实验所使用过的所有废弃物,均需要完全浸泡在3-5%的84消毒液中至少1h,然后沥干经过高压灭菌处理,目的是使其中的生物活性完全消灭。有条件的,建议完全焚烧。 未用完的病毒液,置于-80℃长期保存。需要在24h内继续实验的,可以暂存于4℃。反复冻融会影响病毒滴度,所以建议将病毒液小量分装,用多少取多少。 附表: (1)常用细胞系参考MOI值
(2)常用培养器皿使用参数
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