（1）外植体的选择。外植体是指从植物体上切取下来，用于组织培养的部分，如顶芽、茎尖、侧芽、花器、鳞片等。一般说来带芽的外植体如茎尖和侧芽等，它们产生幼苗的成功率高，而且很少发生变异，容易保持材料的优良特性。由分化组织构成的外植体，如茎段、叶、根、花茎、花瓣、花萼、胚珠、果实、花粉等，它们大多由已分化的细胞组成，由它们再生成幼苗，要有一个从分化状态回复到分生组织状态的脱分化过程，由这类外植体接种的材料，常常要经过愈伤组织阶段再分化出芽或胚状体而形成幼苗，形成的后代可能有变异。
（2）外植体的灭菌。取得外植体后必须进行严格的灭菌，这是因为外植体常常附有多种多样的微生物，这些微生物一旦被带进培养基，就会迅速滋生，使组织培养前功尽弃。在将各种微生物杀死或清除的同时，必须保持外植体的生活力。
先用流动的自来水冲洗10～20分钟，脏的外植体用洗衣粉洗涤，或用毛刷、毛笔轻轻刷洗，去掉污物，冲洗后用滤纸吸干外植体的表面水分。在70%的酒精里浸泡15～30秒钟，用无菌水冲洗两次。然后用适当的药剂消毒，经常使用的灭菌剂有次氯酸钠、过氧化氢、漂白粉和低浓度的氯化汞等。使用这些灭菌剂，都能起到表面杀菌的作用。具体使用的浓度和浸泡的时间因外植体的种类和药剂而定。如用2%～10%次氯酸钠水溶液浸泡3～15分钟。灭菌后立即用无菌水冲洗3～5次，洗去药液，用无菌滤纸吸干水分，准备分离。
（3）外植体的分离。在超净工作台上进行分离。提前15～20分钟开机，并用70%的酒精擦拭台面。点燃酒精灯用于工具的消毒。如果使用的外植体太小操作困难，可在解剖镜下进行。外植体小的用大头针将其固定在橡皮塞上，然后在解剖镜下分离切取。用无菌刀、剪、镊子等，在无菌的环境下，剥去芽的鳞片、嫩枝的外皮等，叶片不需剥皮。然后切成0.2～0.5厘米厚的小片，就可以植入培养基了。在操作过程中严禁用手触动材料。
（4）外植体的植入。在超净工作台上打开装有培养基的瓶或试管。在酒精灯的火焰上烤一下瓶口或试管口，再开启瓶盖。在无菌环境下，将切好的外植体立即接在培养基上，组织培养育苗最常用的培养基为MS。每瓶接种4～10个。再在火焰上烤一下瓶和瓶盖。接种后，立即盖上瓶盖，试管用无菌药棉塞上。及时写好记录，贴上标签。
（5）诱导。消毒后的外植体在诱导培养基上培养一段时间后可诱导出丛芽、胚状体、原球茎、根状茎，我们将这些培养材料称为中间繁殖体。外源的生长素类物质对诱导细胞开始分裂效果很好，组织培养育苗是必须使用的。最常用的为6-苄基腺嘌呤，常用浓度为1～2毫克/千克。萘乙酸、吲哚丁酸、吲哚乙酸。后3种药剂既在配制生根培养基时应用，又常在诱导、增殖和壮苗时使用。
（6）中间繁殖体的增殖。对中间繁殖体进行切割、继代培养就可以进行中间繁殖体的增殖。中间繁殖体的增殖速度随花卉的种类、培养基、培养条件的不同而异，因而对具体花卉需进行试验，找到合适的繁殖条件。当中间繁殖体增殖到一定数量后快速繁殖进入生芽、壮苗和生根阶段。如果是通过丛芽繁殖，则不需经过生芽直接进行壮苗、生根，如果是通过其他途径则需先将中间繁殖体转移到生芽培养基上，然后再转移到壮苗生根培养基上。在壮苗生根培养基上，大多数花卉要分离成单苗。
（7）生根。继代培养形成的不定芽和侧芽等一般没有根，要促使试管苗生根，必须转移到生根培养基上，生根培养基常用1/2MS培养基，无机盐浓度低有利于根的分化。同时，不同花卉诱导生根时所需要的生长素的种类和浓度是不同的，常用生长素萘乙酸、吲哚乙酸、吲哚丁酸。一般在生根培养基中培养1个月左右即可获得健壮根系。
（8）试管苗移栽。对已经生根的试管苗及时移栽是组织培养育苗的最后工作。由于组织培养苗是在无菌、有营养供给、适合光照、温度和100%相对湿度环境中生长的，因而刚出瓶的试管苗对外界环境不太适应，稍有不慎就会造成大量死苗。出瓶前1～3天打开瓶盖，让幼苗锻炼，适应外部不良环境和对病菌的适应能力，但不能太早，以免培养基生长霉菌。对刚出瓶的组织培养苗要细心管理，控制适当的温度、弱光照、较高的空气湿度、适宜的基质及对病虫害的有效控制。
（9）操作过程注意事项。在整个操作过程中，工作人员必须用肥皂和流动的自来水把手洗干净，带上口罩、帽子，穿上工作服，接种前双手用70%的酒精擦拭，工作时不说话。
（2）外植体的灭菌。取得外植体后必须进行严格的灭菌，这是因为外植体常常附有多种多样的微生物，这些微生物一旦被带进培养基，就会迅速滋生，使组织培养前功尽弃。在将各种微生物杀死或清除的同时，必须保持外植体的生活力。
先用流动的自来水冲洗10～20分钟，脏的外植体用洗衣粉洗涤，或用毛刷、毛笔轻轻刷洗，去掉污物，冲洗后用滤纸吸干外植体的表面水分。在70%的酒精里浸泡15～30秒钟，用无菌水冲洗两次。然后用适当的药剂消毒，经常使用的灭菌剂有次氯酸钠、过氧化氢、漂白粉和低浓度的氯化汞等。使用这些灭菌剂，都能起到表面杀菌的作用。具体使用的浓度和浸泡的时间因外植体的种类和药剂而定。如用2%～10%次氯酸钠水溶液浸泡3～15分钟。灭菌后立即用无菌水冲洗3～5次，洗去药液，用无菌滤纸吸干水分，准备分离。
（3）外植体的分离。在超净工作台上进行分离。提前15～20分钟开机，并用70%的酒精擦拭台面。点燃酒精灯用于工具的消毒。如果使用的外植体太小操作困难，可在解剖镜下进行。外植体小的用大头针将其固定在橡皮塞上，然后在解剖镜下分离切取。用无菌刀、剪、镊子等，在无菌的环境下，剥去芽的鳞片、嫩枝的外皮等，叶片不需剥皮。然后切成0.2～0.5厘米厚的小片，就可以植入培养基了。在操作过程中严禁用手触动材料。
（4）外植体的植入。在超净工作台上打开装有培养基的瓶或试管。在酒精灯的火焰上烤一下瓶口或试管口，再开启瓶盖。在无菌环境下，将切好的外植体立即接在培养基上，组织培养育苗最常用的培养基为MS。每瓶接种4～10个。再在火焰上烤一下瓶和瓶盖。接种后，立即盖上瓶盖，试管用无菌药棉塞上。及时写好记录，贴上标签。
（5）诱导。消毒后的外植体在诱导培养基上培养一段时间后可诱导出丛芽、胚状体、原球茎、根状茎，我们将这些培养材料称为中间繁殖体。外源的生长素类物质对诱导细胞开始分裂效果很好，组织培养育苗是必须使用的。最常用的为6-苄基腺嘌呤，常用浓度为1～2毫克/千克。萘乙酸、吲哚丁酸、吲哚乙酸。后3种药剂既在配制生根培养基时应用，又常在诱导、增殖和壮苗时使用。
（6）中间繁殖体的增殖。对中间繁殖体进行切割、继代培养就可以进行中间繁殖体的增殖。中间繁殖体的增殖速度随花卉的种类、培养基、培养条件的不同而异，因而对具体花卉需进行试验，找到合适的繁殖条件。当中间繁殖体增殖到一定数量后快速繁殖进入生芽、壮苗和生根阶段。如果是通过丛芽繁殖，则不需经过生芽直接进行壮苗、生根，如果是通过其他途径则需先将中间繁殖体转移到生芽培养基上，然后再转移到壮苗生根培养基上。在壮苗生根培养基上，大多数花卉要分离成单苗。
（7）生根。继代培养形成的不定芽和侧芽等一般没有根，要促使试管苗生根，必须转移到生根培养基上，生根培养基常用1/2MS培养基，无机盐浓度低有利于根的分化。同时，不同花卉诱导生根时所需要的生长素的种类和浓度是不同的，常用生长素萘乙酸、吲哚乙酸、吲哚丁酸。一般在生根培养基中培养1个月左右即可获得健壮根系。
（8）试管苗移栽。对已经生根的试管苗及时移栽是组织培养育苗的最后工作。由于组织培养苗是在无菌、有营养供给、适合光照、温度和100%相对湿度环境中生长的，因而刚出瓶的试管苗对外界环境不太适应，稍有不慎就会造成大量死苗。出瓶前1～3天打开瓶盖，让幼苗锻炼，适应外部不良环境和对病菌的适应能力，但不能太早，以免培养基生长霉菌。对刚出瓶的组织培养苗要细心管理，控制适当的温度、弱光照、较高的空气湿度、适宜的基质及对病虫害的有效控制。
（9）操作过程注意事项。在整个操作过程中，工作人员必须用肥皂和流动的自来水把手洗干净，带上口罩、帽子，穿上工作服，接种前双手用70%的酒精擦拭，工作时不说话。
