建立迄今最大规模的突触组学平台，绘制完整生命周期中的全脑突触图谱

图1 突触的复杂性与多样性

大脑是高度多样化和动态化突触组成的巨大集合，当信息在神经元网络传播时突触可以存储信息。人类大脑皮层中包含超过100万亿个突触【1】，每个突触本身又是一个高度复杂的、由数千种不同而相互协作的信号转导蛋白组成的实体【2】（图1）。随着科学家对于数量庞大且异质性突触的认识不断加深，突触组学（Synaptomes）研究应运而生，组学方面的认识将会为人类进一步了解大脑皮层对于支持人类思维的丰富性和精妙性提供重要工具。但挖掘突触组学的宏观数据并非易事。

为了解决这一问题，近日，英国爱丁堡大学Seth G. N. Grant研究组在Science发表文章A brainwide atlas of synapses across the mouse life span，揭开了小鼠整个生命周期中动态变化的突触全脑图谱，为大脑中突触的时空结构提供了重要的研究工具。

兴奋性突触是大脑突触中最主要的突触种类，突触后蛋白调节先天和后天的行为【3】。这些蛋白的突变会造成超过130种出现在童年时期、青春期、青年期以及老年期的大脑疾病【5】。作者们使用先前研究中提到的突触组图谱方法【6】对从出生到18个月的小鼠中超过100个脑区的突触组多样性以及时空结构方面进行了揭示。作者们使用在PSD95（PSD95-eGFP）与SAP102（SAP102-mKO2）内源加入荧光标记的方法来标记突触，这两个突触后支架蛋白对于突触可塑性以及先天与后天的行为方面非常关键【5,7】。破坏这些支架蛋白或其相关蛋白的正常表达会导致人类神经发育和包括自闭症、精神分裂症和智力障碍在内的精神疾病【8】。作者们发现用这两个突触后支架蛋白可以揭示出全脑突触时空多样性，作者们将该数据图谱称为完整生命周期突触组结构（Life-span synaptome architecture, LSA）。

作者们对PSD95-eGFP; SAP102-mKO2雄性小鼠10个出生后不同年龄时间点（出生后1天、一周、2周、3周、2个月、2个月、3个月、6个月、12个月以及·18个月）的大脑切片进行收集，这些脑片可以在转盘共聚焦显微镜下进行单突触分辨率的成像（图2）。这些成像结果将突触分为三个类别：只表达PSD95的type 1突触、只表达SAP102的type 2突触和两种突触后支架蛋白重叠表达的type3突触。

图2 不同时间点小鼠中两种突触后支架蛋白表达谱

低倍和高倍放大的原始图像显示，每个突触蛋白都有不同的时空模式而且突触组学随年龄而发生改变。通过进一步对突触组中的时空特异性包括PAS95与SAP102蛋白信号点的密度、强度以及尺寸进行量化后，作者们发现每个参数在小鼠的整个生命周期中都持续发生变化，每个脑区都会经历一个特异的突触发育、成熟以及衰老过程。虽然PSD95与SAP102能够标记大多数的兴奋性突触，但是仍然需要更多的细胞标记物对兴奋性突触在大脑不同区域以及不同发育阶段的数量进行评估。除此之外，作者们还发现3月龄与18月龄的小鼠相比大多数脑区以及亚区域中突触密度显著减低。

得到这样一个宏大的突触组图谱后，作者们发现小鼠完整生命周期中的突触组结构可以分为三个不同的阶段：LSA-1阶段是从出生后到1月龄，两种突出后支架蛋白聚集点的数量快速提升；LSA-II阶段支架蛋白聚集点的密度增长缓慢，直到6月龄；LSA-III阶段是成年期较晚阶段，突触后支架蛋白聚集点的密度降低而突触的尺寸增加（图3）。与大脑认知和学习能力相关的脑区中兴奋性突触密度逐渐增加，在2月龄达到顶峰。大多数脑区中的突触多样性在3月龄达到平台期。

图3 突触多样性的空间模式图

进一步地，作者们想要探究突触组结构的年龄依赖的改变是否会影响认知能力，作者们将研究范围集中在对空间学习能力和记忆能力非常关键的海马区形成过程。通过定量化的PSD95与SAP102参数，作者们发现PSD95信号的强度在辐射和切线方向的都存在非常明显的年龄依赖的改变，相反SAP102在辐射方向没有明显的梯度变化（图4）。这些结果说明整个生命周期中突触组学的变化对神经活动在不同发育时间点有不同的影响。

图4 海马区两种突出后支架蛋白在辐射方向梯度与切线方向的梯度分布

总的来说，Grant研究组工作通过对小鼠完整生命周期中超过100个脑区的兴奋性突触的时空分布结构以及年龄依赖的动态变化过程进行总结，建立迄今为止最大规模的突触组学平台，突触组的时空结构为揭开记忆、学习能力以及对行为学方面的疾病的易感性的机制提供了重要的工具。

原文链接：

https://science./content/369/6501/270

制版人：MENG

参考文献

1. Tang, Y., Nyengaard, J. R., De Groot, D. M. & Gundersen, H. J. Total regional and global number of synapses in the human brain neocortex. Synapse (New York, N.Y.)41, 258-273, doi:10.1002/syn.1083 (2001).

2. O'Rourke, N. A., Weiler, N. C., Micheva, K. D. & Smith, S. J. Deep molecular diversity of mammalian synapses: why it matters and how to measure it. Nature reviews. Neuroscience 13, 365-379, doi:10.1038/nrn3170 (2012).

3. Grant, S. G. et al. Impaired long-term potentiation, spatial learning, and hippocampal development in fyn mutant mice. Science (New York, N.Y.) 258, 1903-1910, doi:10.1126/science.1361685 (1992).

4. Silva, A. J., Paylor, R., Wehner, J. M. & Tonegawa, S. Impaired spatial learning in alpha-calcium-calmodulin kinase II mutant mice. Science (New York, N.Y.) 257, 206-211, doi:10.1126/science.1321493 (1992).

5. Bayés, A. et al. Characterization of the proteome, diseases and evolution of the human postsynaptic density. Nature neuroscience 14, 19-21, doi:10.1038/nn.2719 (2011).

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7. Migaud, M. et al. Enhanced long-term potentiation and impaired learning in mice with mutant postsynaptic density-95 protein. Nature 396, 433-439, doi:10.1038/24790 (1998).

8. Husi, H., Ward, M. A., Choudhary, J. S., Blackstock, W. P. & Grant, S. G. Proteomic analysis of NMDA receptor-adhesion protein signaling complexes. Nature neuroscience 3, 661-669, doi:10.1038/76615 (2000).