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编译：有点卡，编辑：十九、江舜尧。 原创微文，欢迎转发转载。 导读目前全世界癌症的发病率持续增加，约40%的癌症患者接受化疗，一种常见的副作用也伴随而生-胃肠道粘膜炎，通常表现为小肠绒毛缩短，粘膜上皮细胞紧密连接蛋白减少，稳态破坏。哺乳动物小肠上皮是一个高度有序的组织，主要包括五种细胞类型：肠细胞、杯状细胞、潘氏细胞、肠道内分泌细胞（EED）和簇状细胞，它们分别在营养物质的消化吸收、黏膜防御、激素分泌调节、味觉受体表达等多个方面发挥着重要作用，正是这些细胞的存在使得胃肠道成为保护机体免受致病微生物侵害的屏障，而它们的损坏可能导致粘膜炎甚至死亡。有研究发现藻酸盐寡糖（AOS）能增加肠绒毛长度、肠内容物的含量，有利于肠道形态的维持和屏障功能的发挥，但其从单个肠细胞水平改善小肠形态和功能的潜在机制尚不清楚。本研究选择一种治疗慢性粒细胞白血病的药物-白消安（busulfan）为研究对象，通过小肠组织超微结构分析、scRNA-seq分析、组织病理学分析、亚聚类和基因功能分析、时间轨迹分析、基因调控网络分析和siRNA干扰等多项实验证明白消安对小肠细胞的损害作用，以及从单细胞水平探讨AOS对损伤后的小肠细胞的修复和作用机制。 原名：Single-cell RNA sequencing analysis reveal salginate oligosaccharides preventing chemotherapy-induced mucositis 译名：单细胞RNA测序分析显示藻酸盐寡糖可预防化疗引起的粘膜炎 期刊：Mucosal Immunology IF：7.352 发表时间：2020.01 通讯作者：张宏福&沈伟 通讯作者单位：中国农业科学院北京畜牧兽医研究所动物营养国家重点实验室&青岛农业大学生命科学学院 DOI号：doi.org/10.1038/s41385-019-0248-z 白消安和AOS处理小鼠：依据前期实验室研究结果，按10mg/kg的剂量给小鼠连续注射AOS两周，能改善被白消安破坏的小肠组织，故研究者设置了四组实验（30只/组）：（1）AOS0：用ddH2O代替AOS作为对照组；（2）AOS10：按10mg/kg的剂量仅注射AOS；（3）B+A0：注射白消安和ddH2O；（4）B+A10：注射白消安和10mg/kgAOS。每天早上给药，持续两周，小鼠在23℃，50-70%湿度，12:12小时的明暗循环条件下培养（B即白消安（Busulfan），A即AOS）。MR-siRNA和AOS处理IPEC-J2细胞：共设置6组实验：NC+AOS 0, NC+ AOS 10, NC+AOS 100, siRNA +AOS 0, siRNA+ AOS10, siRNA +AOS 100，其中NC为阴性对照（negativecontrol），MR-siRNA是指甘露糖受体（MR）的siRNA（三个位点）。猪空肠上皮细胞系IPEC-J2细胞在37°C、5%CO2浓度，6cm的培养皿中培养，贴壁后用NC或siRNAs处理8h（添加量：0.025pmol/孔），再加入AOS处理40h。 小肠组织超微结构分析：50nm的切片醋酸铀染色后在透射电子显微镜（TEM）下观察。单细胞样本分析处理：用CellRanger v2.2.0处理scRNA-seq数据，再用Rstudio (v3.0)中的Seurat包获得基因条形码矩阵。亚聚类和基因功能分析：对小鼠小肠样本的所有细胞簇进行特征分析，再依据特征分为不同的簇。单细胞时间轨迹分析：利用Monocle 2 (v2.8.0)确定单细胞的时间轨迹，利用Seurat对变量基因排序。单细胞调控网络分析：利用SCENIC预测小肠细胞发育过程中的基因调控网络血浆代谢物测量：血浆样品检测前去除蛋白质，采用液相色谱串联质谱法（LC-MS/MS）检测代谢物。组织病理学分析：小肠组织用10%的中性福尔马林固定，石蜡包埋，切片5μm，苏木精-伊红（H&E）染色。免疫荧光染色（IHF）和Westernblotting（WB）：主要使用的山羊抗兔、驴抗羊抗体。1 AOS能修复白消安（Busulfan）引起的细胞损伤 研究者本来将小鼠分为四组（AOS 0、AOS 10、B+A 0、B+A 10 mg/kg体重），分别进行不同的处理，具体操作见实验设计，但结果表明，藻酸盐寡糖（AOS 10）处理的作用效果相比于白消安和AOS（B+A 10）处理并不明显，故在之后的分析中剔除了AOS 10组的数据。从小肠的超微结构可以看出，用白消安处理会明显损害小肠细胞，导致内质网和线粒体肿胀、细胞膜上的桥粒（细胞与细胞连接处）数量减少、微绒毛密度降低（图1a）。AOS（B+A 10）则通过缓解内质网和线粒体肿胀，恢复细胞与细胞连接处桥粒的数量，并提高微绒毛密度以修复白消安引起的损伤（图1a）。此外，研究者发现白消安引起的细胞损伤还表现为Caspase 8和p-PTNE蛋白水平升高，Bcl-2蛋白水平的降低（图1b），而AOS（B+A 10）则能逆转这一影响，使微绒毛密度随着绒毛蛋白水平的升高而恢复（图1c），此外，AOS（B+A 10）组桥粒蛋白DSG2也显著高于仅用白消安处理组（B+A 0；图1d），有助于桥粒的恢复。以上结果均表明，AOS能够修复白消安引起的小肠粘膜炎。 
图1 AOS修复白消安引起的细胞损伤。(a)透射电镜分析表明，AOS能修复白消安引起的小肠细胞损伤和细胞间连接的中断（比例尺，低倍图像为1μm，高倍图像为2μm）。(b)小鼠小肠Caspase 8、Bcl-2、p-PTEN的Westernblotting图谱。(c)小鼠小肠标本Vil1的免疫荧光染色分析。(d)小鼠小肠DSG2的Westernblotting图谱。（n>6/组）
2 scRNA-seq分析显示AOS改善了肠道细胞群利用scRNA-seq分析各肠细胞的转录组情况。剔除AOS 10数据后，将AOS 0、B+A 0和B+A 10三组的数据利用Seurat（R中的Seurat包）整合分析发现，三组细胞的分布状况相似（图2a,图S1b–1g）。从这些细胞中共检测到了13892 个差异表达基因（DEGs）（数据文件S1），而根据标记基因的表达情况可以将细胞分成15组：干细胞（stem）、过渡扩增祖细胞（TA）、TA-G1、TA-G2、肠祖细胞（EP）、早期肠祖细胞（EPE）、晚期肠祖细胞（EPL），肠细胞未成熟近端（EIP）、肠细胞未成熟远端（EID）、肠细胞成熟近端（EMP）、肠细胞成熟远端（EMD）、肠道内分泌细胞（EEC）、杯状细胞（goblet）、潘氏细胞（Paneth）和簇状细胞（tuft）（图2b）。在这些细胞中标记基因的表达具有特异性（图2f-i，数据文件S1），Olfm4和Slc12a2在TA、TA G1和TAG2中高表达，因此作为干细胞和TA的标记基因（图2f）；Mttp则在EM（EMD和EMP）和EI（EID和EIP；图2g）中高表达；Clca1在EID和EIP中高表达（图2g）；Fxyd3是EEC的标记基因，在EID和EIP中也有表达（图2h）；Rac2是簇状细胞的标记基因；Ang4和Defa31在杯状细胞和潘氏细胞中高表达（图2i）。随后研究者又利用Seurat计算出各样本中这15类细胞的比例（图2j）。图中ST指干细胞（stem）和TA；EP指EP、EPE和EPL；EI指EIP和EID；EM指EMP和EMD。结果表明，AOS0和B+A0中ST的占比相当，且高于B+A10；AOS0和B+A10中EP和EM细胞百分率相当，均高于B+A0组；而AOS0组和B+A10组中EI和杯状细胞的占比相当，但低于B+A0组；B+A0组和B+A10组中EEC的占比相当，且低于AOS0组；簇状细胞在各组中的百分率无显著性差异；然而，相比于AOS0组和B+A10组，B+A0组能显著提高潘氏细胞的占比（图2j），从整体来看EEC、杯状细胞、簇状细胞和潘氏细胞的数量比前面几种类型的细胞少得多。以上结果表明AOS能增加小鼠小肠中各类细胞的数量。
图2 scRNA-seq分析显示AOS改善了肠道细胞群。(a)AOS 0、B+A 0和B+A 10细胞分布情况。(b)12653个单细胞的tSNE分析（点），不同簇用不同颜色表示。(c)AOS0的细胞分布。(d)B+A0的细胞分布。(e)B+A10的细胞分布。(f)标记基因Olfm4和Scl12a2的表达情况。(g)标记基因Mttp和Clca1的表达情况。(h)标记基因Fxyd3和Rac2的表达情况。(i)标记基因Ang4和Delfa31的表达情况。(j)各样本中15类细胞簇的占比。
3 AOS改善了小肠细胞的功能 研究者进一步分析了这些标记基因在各细胞簇中的相对表达水平（用两组的比值显示：AOS0 vs. B+A 0和B+A 0 vs. B+A 10）（图3a，数据文件S1）。这些数据表明，白消安对各类细胞标记基因的表达均存在干扰，其中潘氏细胞和杯状细胞的标记基因表达增强，从而启动反馈机制诱导细胞防御，这一结果进一步表明白消安可能对这些细胞有损伤。而 AOS恢复ST（干细胞和TA、TA G1和TA G2）、EP（EP、EPE和EPL）、EI（EIP和EID）、EM（EMP和EMD）、EEC、簇状细胞和GP（杯状细胞和潘氏细胞）标记基因的表达（图3a），则表明AOS有利于小肠中各类细胞的功能恢复。随后对ST、EP、EI、EMD、EMP、EEC、Tuft和GP细胞簇中标记基因的差异表达进行了富集分析（Metascape），发现标记基因的差异表达与各类细胞的功能相适应（图3b，c；图S1i）。簇状细胞富集的功能途径是“T细胞激活”，这与簇状细胞功能相适应；类似的，GP富集的功能途径是“抗菌体液反应”；ST富集的功能途径是“对拓扑错误蛋白的反应”和“对细胞增殖的负调控”；而EMP和EP（EP，EPE，EPL）簇共富集了15条常见的功能途径。此外，EMD、EMP和EP（EP、EPE、EPL）共有9条富集的功能途径，大部分与代谢和吸收有关。其中 EMD中调节微绒毛长度的富集程度更胜于EMP和EP（EP、EPE、EPL），这证实了白消安能破坏小肠微绒毛，而AOS则能修复。本节数据表明，白消安能干扰以上所述细胞的特定功能，但AOS可以相应地消除这些影响。
图3 AOS改善小肠细胞的功能。(a)15个基因簇中标记基因差异表达的表达模式：ST（干细胞、TA、TA-G1、TA-G2），EP（EP、EPE、EPL），EI （EIP、EID），EM（EMP、EMD），EEC，Tuft（簇状细胞），GP（杯状细胞、潘氏细胞）。(b)利用在线工具Metascape对ST（干细胞、TA、TA-G1、TA-G2），EP（EP、EPE、EPL），EI（EIP、EID），EMP，EMD，EEC，Tuft，GP（杯状细胞、潘氏细胞）进行多重富集分析。(c)各细胞簇共享标记基因的富集网络。圆形节点表示功能集群，用颜色区分不同的集群，一般共享相同标记基因的节点彼此靠近。
4 时间轨迹分析表明AOS能增强肠细胞的发育 肠干细胞位于隐窝底部，随后形成能快速增殖的TA细胞，最终分化为肠细胞、EEC、杯状细胞、潘氏细胞和簇状细胞。肠细胞是小肠中含量最多的一类成熟细胞，而其余所有成熟细胞加起来也只占百分之几，故研究者选择肠细胞（EP、EPE、EPL、EIP、EID、EMP和EMD）、干细胞、TA、TA-G1和TA-G2进行时间轨迹分析，以探究不同处理条件对肠细胞发育过程的影响（图S1h）。由于肠细胞的分化过程是不同步的，因此研究者将从分化的不同阶段进行研究，通过Monocle2将分化中的肠细胞置于相应的时间轨迹中。将分化中的肠细胞按照假定的发育轨迹从未分化的干细胞到最终的成熟肠细胞排列（图4a）。值得注意的是，这些细胞的分化过程显示发育轨迹存在分叉，这表明存在不同的分子途径指导这些细胞簇的发育。为了探究哪些基因在肠细胞发育过程中发挥作用，研究者对这些基因进行分层聚类分析，以确定这些参与肠细胞发育时间轨迹基因的表达模式（图4b、c，数据文件S1）。根据拟定的时间序列相关性，研究者发现各组基因沿两个轴形成差异表达，这些基因通过调节肠细胞成熟和分化来实现调节肠细胞的发育，包括干细胞增殖标记基因slc12a2和olfm4，肠细胞成熟标记基因vil1和myo1a（图4b，c）。基因功能注释（GO）分析发现，A轴富集与增殖相关的基因（簇1和簇3中的基因），对应于TA-G1和TA-G2簇，而B轴富集与绒毛发育和成熟相关的基因（簇2和簇4中的基因），对应于EP、EI、和EM簇（图4c）。这些细胞簇的标记基因的表达模式如图4d所示。本节中的数据表明，白消安改变了小肠细胞的发育时间轨迹，而AOS则能恢复。此外，对EMD和EMP中差异表达的标记基因分别进一步富集（图5a、b）发现，EMP富含与“微绒毛组织”相关的功能途径（图5a），EMD簇富含与“细胞与细胞连接”相关的功能途径（图5b），这一结果也与多重富集分析中的数据相互印证。其他组的富集数据如图S2所示。以上数据表明，白消安破坏了小肠微绒毛以及细胞间的连接，而AOS有助于修复这些损伤。
图4 时间轨迹分析显示AOS促进肠细胞发育。(a)通过Chemical Reprogramming分析发现干细胞、TA、TA-G1、TA-G1和肠细胞（EP、EPE、EPL、EIP、EID、EMP和EMD）的之间轨迹存在分叉：A轴代表干细胞发育成TA（TA-G1，TA-G2）；B轴代表细胞从未成熟发育成成熟肠细胞的发育时间轨迹。(b)按时间轨迹顺序排列的4292个差异表达基因DEGs（分为四个时间集群）的基因表达热图，其中包括11个细胞簇（Stem、TA、TA-G1、TA-G2、EP、EPE、EPL、EIP、EID、EMP和EMD）。 (c)四个时间簇的基因功能注释（GO）。(d)ST、EIP、EMP、EMD四大基因簇中一些典型标记基因的差异表达模式。
免疫荧光染色和Western blotting进一步证实了以上猜想：白消安降低了吸收蛋白APOA1的表达水平，而AOS（B+A10）则能升高其表达水平（图5c）。除此之外，白消安还降低了细胞连接蛋白JAM1、CX43和Cx37，而AOS（B+A10）提高了这些蛋白水平（图5d）。数据进一步证实，白消安通过降低连接蛋白的蛋白水平从而破坏了细胞与细胞间的连接，而AOS可以提高这些蛋白水平，重建细胞与细胞间的连接。
图5 AOS改善肠细胞功能。(a)单独对EMP进行富集分析。(b)单独对EMD进行富集分析。(c)小鼠小肠样本APOA1的Western blotting图谱。(d)三组小鼠小肠样本的Cx37、JAM1和Cx43的免疫荧光染色。
5 基因调控网络分析表明AOS能恢复转录因子的表达
转录因子和相关辅助因子能共同调节靶基因的表达，从而决定小肠细胞的命运和形态功能特性的形成。为了计算单细胞转录本中各转录因子的活性，研究者利用SCENIC（单细胞调控网络推断和聚类，一种绘制基因调控网络（GRN）的工具）中的AUCell算法对ST（干细胞、TA、TA-G1和TA-G2细胞）、EP（EP、EPE、EPL）、EI（EIP、EID）和EM（EMP、EMD）进行分析。在分析中共鉴定出184种调控元件在三个实验组小肠样本中存在差异表达和活性（图6a，数据文件S2、S3）。这些活性调节蛋白具有样品特异性和细胞类型特异性。根据细胞类型（ST、EP、EI和EM），这些活性调控元件可分为四大类（图6a）；此外，这些活性调控元件在不同样本（AOS0、B+A0和B+A 10）中具有不同的表现（图6a-c）：Atf5、Klf7和Sp2等重要的调节蛋白在B+A10组中高表达；而如假定的转录因子SOX4、SOX9、GATA4、ELF1等则在AOS0、B+A0和B+A10组中均表达（图6c、d）。以上研究结果表明，白消安通过干扰转录因子的表达，进一步扰乱肠细胞的基因表达，而AOS可以恢复这些转录因子的表达，从而提高肠细胞的基因表达。此外，根据Western blotting的检测结果，研究者发现白消安降低了GATA4和HMGB1等转录因子的表达，而AOS（B+A10）则能增强其表达。KLF7、ATF5、SOX4和ZBTB1在B+A10组中表达，而在其他组中表达较少（图6e），这些数据进一步表明，白消安干扰了转录因子的表达，扰乱了小肠细胞的基因表达，而AOS则有利于转录因子的表达，可以推测AOS可能是通过调节转录因子来调控肠细胞的基因表达。
图6 基因调控网络分析表明AOS能恢复转录因子的表达。(a)小鼠小肠的SCENIC结果。其中ST包括stem，TA，TA-G1，TA-G2，EP包括EP，EPE，EPL，EI包括EIP，EID，EM包括EMP，EMD。不同样本AOS 0、B+A 0、B+A 10由不同的转录因子调节。(b)调控元件活性二维图谱，不同颜色代表不同样本。(c) 小鼠小肠单细胞数据中四种调节基因Atf5、Klf7、Sp2、SOX4的相互作用示例。颜色与图b相对应，右下角的插图显示调控元件的AUCell分数分布。(d)Atf5、Klf7、SP2、SOX4调控元件和基因网络。绿色基因代表单个调节子，粉色基因代表多个调节子。(e)小鼠小肠样本转录因子的Westernblotting分析。（n>6/组）。
6 甘露糖受体（MR）的siRNA在体外阻断AOS对肠细胞的影响 AOS是海藻酸盐（来源于褐藻的海洋多糖的一种）的降解产物，由α-葡糖醛酸盐（G）和β-D-甘露糖醛酸盐（M）通过1，4-糖苷键连接而成。MR是一种包含八个C型凝集素样结构域（CTLDs）的内吞受体，CTLDs可以与末端为甘露糖、岩藻糖或葡萄糖的糖复合物结合，于是研究者猜测AOS的功能是通过MR实现的，便利用MR的siRNAs与IPEC-J2细胞（猪小肠细胞系）进行体外实验，探讨AOS对小鼠小肠功能恢复的作用机制。有趣的是，AOS10和100μg/ml显著提高了IPEC-J2细胞中CX43、claudin、DSG2和APOA1的蛋白水平，这与小鼠体内的数据一致，但是AOS10和100μg/ml在MRsiRNA的存在下不能提高这三种蛋白的水平（图7a，b）。而进一步测定MR-siRNA处理后IPEC-J2细胞中转录因子GATA4、HMBG1和ZBTB1的蛋白水平，发现AOS100μg/ml显著提高了这三种转录因子的表达，与小鼠体内的数据一致，然而，在MR-siRNA处理下，AOS10和100μg/ml并没有提高这三种蛋白的表达（图7c）。以上结果说明AOS可能通过MR信号通路发挥其功能。
图7 甘露糖受体（MR）的siRNA在体外阻断AOS对肠细胞的影响。(a)IPEC-J2细胞中Cx437和claudin的免疫荧光染色。(b)IPEC-J2细胞中DSG2和APOA1的Western blotting结果。(c)IPEC-J2细胞中GATA4、HMBG1和ZBTB1的Western blotting图谱。（>3次重复）。
7 血浆代谢组的数据证实了测序数据 AOS能改善了小肠细胞的功能，而小肠细胞对营养物质的吸收极其重要，于是研究者便对AOS是否有益于血液代谢进行研究（数据文件S4）。结果发现，与对照组（AOS 0；图8a）相比，白消安改变了血浆中的代谢物，而AOS（B+A 10）能逆转白消安处理（B+A 0）引起的血浆代谢物的变化（图8b）。具体地，白消安能增加AOS（B+A 10）降低的代谢物（图8c），也能减少一些AOS（B+A 10；图8c）增加的代谢物。随后研究者将改变的代谢产物富集，利用MetaboAnalyst确定其功能，发现AOS 0相比于B+A 0，有10条通路存在明显的富集（图8d）。首先是“甘油磷脂代谢”，这表明白消安影响了小鼠血液中的脂质代谢。而B+A 0相比于B+A 10，有6条通路存在富集（图8e）。富集程度最高的途径仍是“甘油磷脂代谢”，表明白消安对甘油磷脂代谢有影响，而AOS（B+A 10）则能逆转这一影响。这一部分的数据表明，白消安干扰了血浆代谢物，而AOS能恢复这些代谢物。这一发现再一次证实了scRNA-seq分析结果，AOS改善了与脂质代谢相关的基因表达，增强了肠细胞的功能，有利于血液代谢产物的产生。
图8 AOS改善血浆代谢组分。(a)AOS 0和B+A0组小鼠血浆代谢物的OPLS-DA图。(b)B+A0和B+A10组小鼠血浆代谢物的OPLS-DA图。(c)不同处理对代谢物的影响(d)AOS0与B+A0代谢产物变化的富集通路。(d)B+A0和B+A10中代谢产物变化的富集通路。（n>13/组）。
小肠不仅通过分泌粘液和激素作为物理和化学屏障来保护机体免受病原微生物的侵害，还能消化和吸收大部分营养物质进入血液中。小肠中存在不同的细胞类型，它们能共同完成一系列任务，但有报道表示，类似于白消安等化疗药物会破坏小肠细胞的增殖，引发癌症患者的粘膜炎。在目前的研究中，研究者发现白消安能损伤内质网或线粒体，破坏微绒毛和细胞膜，特别是破坏细胞间连接来破坏小肠细胞。AOS则能修复白消安造成的损伤，修复内质网或线粒体，恢复微绒毛，促进细胞连接蛋白表达以增加细胞连接。研究者通过scRNA-seq分析在单细胞水平上研究小鼠小肠细胞以探索AOS修复的潜在机制。研究者在小鼠的小肠中发现了与最近的一篇文章所报道的相同的细胞类型和肠细胞的发育时间轨迹。AOS不仅能恢复不同类型小肠细胞的比例，而且可以通过恢复这些细胞的基因和蛋白表达改善小肠功能。根据各类型细胞的差异表达基因，富集分析显示各细胞类型主要的功能途径都与其自然功能密切相关。值得注意的是，簇状细胞富集的功能途径是“T细胞活化”；EEC是“激素分泌”；杯状细胞和潘氏细胞（GP）是“抗菌体液反应”；EMP和EMD包括代谢过程、吸收、微绒毛长度调节、微绒毛组织，以及细胞与细胞间连接。数据也表明，免疫细胞的改善有助于肠细胞功能的恢复。经TEM测定，scRNA-seq数据与超微结构变化有良好的相关性。同时研究者发现AOS也有利于多种转录因子的表达，进一步解释了AOS如何在小肠中恢复基因和蛋白质的表达。AOS由α-L-葡糖醛酸盐（G）和β-D-甘露糖醛酸盐（M）通过1，4-糖苷键连接组成。MR是一种高效的内吞受体，能结合特异性包合配体，与稳态、病原体识别、先天免疫激活、细胞因子产生（促炎和抗炎）有关。此外，MR还可以与其他典型模式识别受体相互作用，介导细胞内信号传导。研究发现，通过其特异性siRNA可以阻断AOS功能，表明AOS可能通过MR信号途径发挥其功能。小肠是消化和吸收营养物质进入循环系统的主要器官。研究者还对血浆代谢组进行了研究，发现白消安与对照组相比改变了许多代谢产物，证实白消安改变了粘膜屏障，AOS则能通过逆转血浆代谢物的浓度。甘油磷脂代谢是改变这些代谢产物最主要的富集功能途径。甘油磷脂是生物膜的结构成分，能储存生物活性物质和分子，在细胞生长、分化、迁移、信号转导和凋亡中起着重要的生理作用。血液代谢甘油磷脂谱能显示胃肠道的健康状况，在目前的研究中，研究者发现百消安改变了由AOS逆转的血液代谢甘油磷脂代谢谱。此外，AOS还能修复白消安破坏的小肠细胞，这些细胞负责营养代谢消化和吸收。AOS对小肠功能的恢复可能是通过参与稳态过程的MR信号途径实现的，这一信号通路也可能在AOS恢复甘油磷脂代谢中发挥一定作用。综上所述，血液代谢数据证实，AOS能修复小肠簇状细胞、杯状细胞和潘氏细胞，有助于肠细胞的恢复，进而增强小肠功能。AOS是一种用于预防由抗癌药物或其他因素引起的小肠粘膜炎的新型、纯天然的治疗药物。本研究在单细胞水平上探究了AOS对白消安引起的小肠粘膜炎的预防作用。首先通过小肠超微结构的观察证实AOS的确能修复白消安引起的细胞损伤，随后通过scRNA-seq分析表明AOS能恢复小肠各类细胞簇的比例和数量，再通过标记基因的差异表达和富集分析证明AOS能恢复小肠细胞的功能，利用时间轨迹分析表明AOS能增强肠细胞的发育，基因调控网络分析表明AOS能恢复相关转录因子的表达，最后体外实验结果推测AOS可能通过MR信号通路发挥功能。这一研究结果为AOS修复小肠损伤细胞作用机制的深入探索奠定基础。
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