材料试剂:胰化蛋白胨,酵母提取物,琼脂,NaCl,NaOH(调pH),氨苄青霉素,卡那霉素,质粒提取试剂盒 仪器:高压灭菌锅,42℃恒温水浴锅,,恒温摇床(37℃,225rpm),无菌培养板,消毒1.5ml离心管,消毒枪头,无菌操作台 实验步骤: LB培养基的配制: 在950 ml去离子水中加入: 胰化蛋白胨 10g 酵母提取物 5g NaCl 10g 摇动容器直至溶质溶解.用5mol/LNaOH调pH至7.0.用去离子水定容至1L.在15psi高压下蒸汽灭菌20min. 固态培养基 LB固体培养基及倒板 : (1)配制:100mlLB培养基加入1.5g琼脂粉 (2)抗生素的加入:高压灭菌后,将融化的LB固体培养基置与55℃的水浴中,待培养基温度降到55℃时(手可触摸)加入氨苄抗生素(终浓度为50μg/ml),以免温度过高导致抗生素失效,并充分摇匀。 (3)倒板:一般10ml倒1个板子。培养基倒入培养皿后,打开盖子,在紫外下照10-15分钟。 (4)保存:用封口胶封边,并倒置放于4℃保存,一个月内使用。
同时做两个对照: 对照组1:以同体积的无菌双蒸水代替DNA溶液,其它操作与上面相同。此组正常情况下在含抗生素的LB平板上应没有菌落出现。 对照组2:以同体积的无菌双蒸水代替DNA溶液,但涂板时只取5μl 菌液涂布于不含抗生素的LB平板上,此组正常情况下应产生大量菌落。 大肠杆菌的扩增
准备大肠杆菌质粒提取盒和扩增的带质粒大肠杆菌培养液 5. 质粒鉴定(琼脂糖凝胶电泳) 质粒转染细胞株 材料 细胞株、质粒、培养基、链霉素/青霉素(双抗)、FCS(小牛血清)、PBS(磷酸盐缓冲溶液)、胰酶/EDTA消化液、转染试剂(LipofectamineTM2000) 实验步骤 Ⅰ.准备细胞: 贴壁细胞:转染前 24 h,在 500 µL无双抗完全培养基中接种0.5-2×105个细胞,转染时细胞融合度为80 - 90% 。( 注:铺板时要将细胞消化完全混匀,避免细胞堆积生长。) II .对于每个转染样品,按下面的方法准备: (1)用50 µLOpti-MEM稀释0.8 µg质粒DNA,轻轻吹吸3 - 5 次混匀,室温下静置5 min。 (2)轻轻颠倒混匀转染试剂,用50 µL Opti-MEM 稀释2.0 µL LipofectamineTM2000,轻轻吹吸3 - 5 次混匀,室温下静置5 min。 (3)混合转染试剂和质粒DNA稀释液,轻轻吹吸 3 - 5 次混匀,室温下静置 20 min。注: 转染复合物一旦形成,应立即加入培养皿中进行细胞转染。 (4)转染复合物加入到24孔细胞板中,100 µL/孔,前后轻摇细胞板混合均匀。 (5)将细胞板置于37℃、5% CO2 培养箱中培养6 h左右,进行换液,换成含10%血清的普通培养基,在37℃,5%CO2孵育箱中继续培养24h左右。 稳定转染细胞株的筛选(各种细胞用什么抗生素筛选呢) 从37℃,5%CO2孵育箱中取出培养皿,弃去含转染试剂的培养基,用PBS冲洗细胞2遍,胰蛋白酶消化,接种1/2的细胞到100 mm培养皿中,加入含500 µg/ml G418的新鲜培养基,每2-3天更换一次新的筛选培养基,每天观察细胞的死亡情况。当正常细胞完全死亡后,换用新的不含G418的培养基培养。每天观察细胞生长状态。在细胞达到60%汇合率时再用含500 µg/ml G418的培养基筛选一次。当细胞达到90%以上汇合率时将细胞转移至培养瓶中继续培养(转染后10-12天左右)。以后每隔4-5天再用含500 µg/ml G418的培养基筛选。直到稳定表达转染质粒的细胞达到一定数量后可以收集样品(约转染后15天左右)。以后继续培养时加入的G418浓度降一半。 |
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